Род БАЦИЛЛЫ

К этому роду относится В. anthracis—возбудитель одной из опаснейших болезней—сибирской язвы. С другой стороны, ба­циллы имеют длительную историю применения в биопромыш­ленности и экспериментальной микробиологии. Коммерческое значение их обусловлено, в основном, производством ферментов для приготовления пищи, напитков, детергентов. Особой отдачи ожидают от секвенирования генома В. subtilis (Harwood С, 1989).

Элективные среды для В. anthracis подробно описаны Norris J. et al. (1981) и Parry J. et al. (1983).

Решающим дифференциально-диагностическим тестом идентификации палочки сибирской язвы является обнаружение капсульных бацилл (Шляхов Э. Н. и соавт., 1978). Известно, что капсулообразование В. anthracis, регулярно протекающее в жи­вом восприимчивом организме, с трудом воспроизводится in vit­ro. В последнем случае применяются различные элективные сре­ды, у большинства из которых обязательным компонентом явля­ется нативная бычья или лошадиная сыворотка крови в относительно высокой концентрации (среды ГКИ, Лефлера, сы­вороточные агар и бульон). Среды содержат кровь, яичный белок, мозговую ткань, бикарбонат; культивирование проводят в атмо­сфере 10—50% СО2. С этой же целью используются среды Торна и Буза, а также предложенные Томовым А., Тодоровым Т. (1966), Chu H. (1952), Schaefer W. (1963). Кровь и ее сыворотка являются адсорбентами факторов, ингибирующих капсулообразование на питательной среде (Schaefer W, 1963). Но все перечисленные сре­ды сложны в приготовлении, некоторые из них многокомпонент­ны. Наиболее четко капсулообразование у В. anthracis отмечается на цельной жидкой или свернутой сыворотке (среда Лефлера), а также на 40%-ом сывороточном агаре.

Калиновский А. И. и соавт. (1983) разработали методику по­лучения капсулы у В. anthracis на молочно-солевом агаре, кото­рый готовили общепринятым методом: 5% стерильного молока обработанного хлороформом добавляли в расплавленный и осту-

женный 3%-ый солевой агар; бациллы культивировали в 10% ССЬ. Эту среду рекомендуется использовать для выявления спо­собности В. anthracis синтезировать капсулу in vitro (Метод, ре-ком...., 1985).

Машков А. В. (1960) предложил питательную среду для куль­тивирования В. anthracis в капсульной форме.

Влияние сыворотки крови, углекислоты или бикарбоната натрия на образование капсул в культуре вирулентных штаммов В. anthracis изучали Meynell E., Meynell G. (1964).

В 1960—1962 гг. Архипова В. Р. предложила метод быстрого вы­явления капсулы сибиреязвенного микроба на среде ГКИ (ГИСК им. Тарасевича). По степени капсулообразования на ней можно су­дить о вирулентности В. anthracis. Эта среда пригодна для ускорен­ной индикации данного микроба (Бойков Ю. И., 1968). Кроме то­го, для этих целей рекомендуется использовать бульон Хоттингера с 40% инактивированной сыворотки (Салтыкова Р. А., 1976), свер­нутую сыворотку (Михайлов Б. Я. и соавт., 1960).

Шляхов Э. Н. и соавт. (1978) предлагают плотную среду, в со­став которой вместо крови или ее сыворотки входит в качестве адсорбента ингибиторов капсулообразования активированный уголь (авт. свид-во № 515355 от 28.01.76). Она содержит (%): DL-цистин—0,01; активированный уголь—0,2; бикарбонат на­трия—0,1; агар Хоттингера—до 100. Среда экономична, способ­ствует более четкому выявлению капсулообразования В. an­thracis и проста в приготовлении.

Найманов П. И., Соркин Ю. И. (1984) рассматривают допол­нительные факторы роста В. anthracis в условиях капсулирования in vitro.

Низамов Р. Н. и соавт. (1992) предлагают для выращивания капсульной формы сибиреязвенного микроба среду, содержащую 35—40 об.% сыворотки крови КРС и в качестве солевого раство­ра, с целью упрощения и удешевления ее состава, 60—65 об.% свежей мочи здорового человека.

Акулова М. Ф. (1964) модифицировала агаровую среду для дифференциации сибиреязвенных бацилл.

Николаев Е. С. и соавт. (1966) рекомендуют использовать от­ходы производства иммуноглобулинов в изготовлении питатель­ных сред для культивирования В. anthracis.

Доценко В. А. (1979) рассматривали оптимальный вариант питательной среды для получения сибиреязвенного протектив-ного антигена.

Ярощук В. А. и соавт. (1985) предлагают выделять сибиреяз­венный микроб из молока используя либо сухой питательный агар с ингибиторами, разработанный НИПИ Кавказа и Закавка­зья, промышленное производство которого налажено в Ставро­польском НИИ вакцин и сывороток, либо, при отсутствии его, использовать дифференциально-диагностическую среду, приго­товленную на агаре Хоттингера рН 7,6—7,8 с аминным азотом

130—140 мг%, куда добавляют ингибиторы и индикатор в коли­честве М-сульфата полимиксина 250 ЕД/мл, триметоприма 100 мкг/мл и фенолфталеин-фосфата натрия 0,01%/мл.

По мнению Ипатенко Н. Г. и соавт. (1994) регламентированные способы экспресс-диагностики сибирской язвы путем выращива­ния микроба на искусственных питательных средах (Рево М. В., 1914), глюкозо-сывороточной среде (Lastia G., 1958), специальной среде ГКИ (Архипова В. В., 1971) и других (Груз Е. В. и соавт., 1974; Sterne V. et al., 1957) не отвечают требованиям ветеринарной лабо­раторной практики из-за неполноценности их состава и низкого, вследствие этого, капсулообразования. В результате авторами раз­работана среда, где в качестве источника азотистого питания ис­пользуется сыворотка крови КРС, а источника ионов ССЬ² и ще­лочного агента—гидрокарбонатная магниево-кальцево-натриево-природная минеральная вода (ОСТ 18107—73).

Welkos S., Keener T. (1986) отмечают более высокую вирулент­ность у культур В. anthracis, полученных на жидкой питательной среде.

Chung I., Forst A. (1970) изучали питательные потребности В. anthracis. Bojoi P. et al. (1973) использовали для выращивания В. anthracis вытяжку кукурузы. Ikegami Т. et al. (1976) изучали ха­рактер роста колоний В. anthracis на среде, содержащей тиогли-колят.

Бакулов И. А. и соавт. (1981) предлагают для выращивания бацилл среду, включающую дрожжевой экстракт и соли калия, кальция, магния, марганца, железа и аммония. Недостатки ее рассмотрены Степиным А. А. и соавт. (1994).

Элошвили Н. И. (1975) изучал вопросы усовершенствования питательной среды для культивирования шт. СТЙ-1.

Найманов П. И. (Naimanov P.) и соавт. (1984) рассматривают питательные потребности В. anthracis и особенности роста вак­цинного штамма СТИ в условиях периодического культивирова­ния на жидких синтетических средах.

Diego A. (1962) исследовал способность различных препаратов пептона подавлять рост спор В. anthracis в питательных средах. Влияние сывороток крови различных видов животных на прорас­тание спор В. anthracis изучали Srinivasan V. et al. (1972). Среду для споруляции В. anthracis предлагают Kim H., Goepfert J. (1974). Еременко Е. И. (1983) рассматривал влияние L-аланина на прора­стание спор сибиреязвенного микроба. Факторы, влияющие на рост спор В. anthracis, изучали Thibault R., Manchel R. (1987).

Волкова В. П. и соавт. (1985) изучали зависимость спорообра­зования вакцинного штамма бациллы СТИ от минерального со­става сырья. Наибольшая споруляция отмечалась в присутствии солей магния и марганца, а при наличии дополнительного ис­точника энергии (глюкоза)—в сочетании каждого из них с фос­фатами. Марганец по данным многих авторов (Hodges N.. Brown R.. 1974; Oh Young, Freese E.. 1976: Перт, 1978; Смирнов В. В. и

соавт., 1982) принимает непосредственное участие в споруляции многих видов бацилл.

По данным Романова Г. И. и соавт. (1991) из жидких пита­тельных сред, использованных для получения споровой культу­ры сибиреязвенного штамма СТИ-1, наиболее перспективной оказалась среда, основу которой составляет суточный фермен­тативный гидролизат гороха. Она обеспечивает спорообразова­ние на уровне 90—98%, накопление бактериальной массы 500— 780 млн/см³ и высокую иммуногенную активность, с сохране­нием этих свойств в течение двух лет.

Угримов С. А. и соавт. (1992) рекомендуют для повышения спорообразования сибиреязвенного микроба питательную среду, которая содержит (г/л): в качестве питательной основы амино-пептид 3—4 и ферментативный гидролизат кормовых дрожжей 4—6; в качестве источника углевода—маннит 1,0—1,5; а из мине­ральных веществ—хлорид натрия 4—6; гидроокись натрия 0,1— 0,15; а также агар 15—17.

Бакулов И. А. и соавт. (1993) с целью сокращения времени на получение спорового материала В. anthracis в питательную среду с источником азота в виде 60—80 мл кислотного гидролизата го­вяжьего мяса и 1,5—2,5 г/л сульфата аммония дополнительно вво­дили 3—12 г/л фосфата калия двузамещенного; 0,8—1,2 г/л цитра­та натрия; 0,15—0,25 г/л сульфата магния; 0,08—0,12 мл/л поли-пропиленгликоля. Культивирование осуществляется в течение 46—50 ч, из них первые 27—29 ч при аэрации. Эти же авторы (1993) для повышения уровня спорообразования, выхода спор и ускорения культивирования (в течение 16—18 ч) В. anthracis пред­лагают среду инкубирования, состоящую из гидролизата кормо­вых дрожжей с содержанием общего и аминного азота 1,2—1,5 г/л и 0,5—0,7%, соответственно; агара 35—40 г/л; NaCl 4—6 г/л; окса-лата натрия 0,8—1,2 г/л; фосфатов калия однозамещенного 3— 7 г/л и двузамещенного 5—12 г/л; твина-80 0,2—0,4 г/л.

Зотов А. П., Терентьева Ф. А. (1963) изучали вопросы культи­вирования В. anthracis на минеральных средах.

Шелохович А. И. и соавт. (1990) для упрощения и ускорения способа получения атоксигенных вариантов возбудителя сибир­ской язвы использовали плотную среду с 15—25% лечебной ан­тисибиреязвенной сывороткой.

Андрус В. Н. и соавт. (1987) показали увеличение концентра­ции биомассы возбудителя сибирской язвы при добавлении в пи­тательную среду перфтордекалина—фторуглеродистого соедине­ния, растворяющего аномально высокое количество кислорода.

Готтшалк Г. (1982) отмечает особую склонность многих видов бацилл к денитрификации.

Микшис Н. И. и соавт. (1991) определяли питательную по­требность 17 штаммов сибиреязвенного микроба на модифици­рованной синтетической среде, удобной для проведения генети­ческого анализа В. anthracis. Установлена абсолютная зависи-

мость всех культур в метионине в сочетании с потребностью в од­ной или двух нижеследующих аминокислот: цистеина, треонина, орнитина или глутаминовой кислоты.

Knissely R. (1965) рассматривает дифференциальные среды для идентификации В. anthracis и приводит сравнительные дан­ные об эффекте раствора гематина в среде на выявляемость дан­ного и родственных ему микроорганизмов. Несколько позже Knissely R. (1966) предложил селективную среду для выращива­ния В. anthracis.

Бойков Ю. И. (1968) рекомендует дифференцировать В. an­thracis по росту на МПА с пенициллином.

Найманов П. И. и соавт. (1992) при изучении популяционного состава 19 бескапсульных штаммов возбудителя сибирской язвы, выделенных от больных, животных и окружающей среды, исполь­зовали специальные дифференциально-диагностические среды.

Храмов М. В. и соавт. (1991) предлагают использовать в произ­водстве сред для культивирования сибиреязвенных вакцин некото­рые промышленные источники непищевого сырья. Вопросам пи­тательных сред для возбудителя сибирской язвы посвящены авт. свид-ва № 1809556 (1987) и № 1538508 (1988). В настоящее время щгативосибиреязвенные вакцины из штамма 55-ВНИИВВиМ на предприятиях Биопрома России готовят с использованием как плотных, так и жидких питательных сред. По данным Гаврилова В. А., Числова Ю. В. (1996) вакцины, приготовленные из бактериаль­ной массы, выращенной на жидкой среде, более иммуногенны за счет присутствия в них протективного сибиреязвенного антигена.

Гаврилов В. А. и соавт. (1997) культивировали вакцинный штамм 55-ВНИИВВиМ в жидкой споруляционно-ростовой сре­де, содержащей дрожжевой экстракт, пептон, фосфат калия дву-замещенный, хлорид кальция, сульфаты цинка, меди, железа и аммония.

Колесов С. Г. (1976), Лабинская А. С. (1978), Кочемасова 3. Н. и соавт. (1987) приводят рецептуры сред Буза, Томова и ГКИ для обнаружения сибиреязвенных бацилл. В справочнике ветеринар­ного лаборанта (Андросов Ф. 3. и соавт., 1981) даются, кроме того, рецептуры следующих сред для выращивания и дифференциации В. anthracis: Дрожжевкиной, МПА с пенициллином, дрожжевые агар и бульон по Мещерякову, пшеничный и гороховый агары.

Dao Trjng-Hung (1972) изучали влияние концентрации раз­личных веществ и солей в питательной среде на прорастание ба­цилл, в том числе возбудителя сибирской язвы.

Комоско Г. В. и соавт. (1988) показали возможность замены в среде культивирования В. anthracis штамм СТИ-1 рыбной кор­мовой муки гидролизатом казеина.

Johnatan L. Keit et al. (1992) предлагают среду для выращива­ния и идентификации бацилл из окружающей среды, содержа­щую КГЧОз, люминол, З-амино-1-тирозин и агар с гриптиказой при соотношении компонентов 600:5:4:2000.

9 3-235

Фирантас С.-Г. А. и соавт. (1982) предлагают питательную среду для В. subtilis G-78 с целью получения (3-манназы.

Устинников Б. А. и соавт. (1991) разработали среду для глу­бинного культивирования В. subtilis ВКПМ В-2595—продуцента сс-амилазы, содержащую (мас.%): кукурузную муку 12—20; мел 0,2—0,5; мочевину 0,4—0,5 и воду до 100, а также, дополнитель­но, с целью увеличения активности продуцента и снижения се­бестоимости продукта, сухие кормовые дрожжи 0,3—0,6; сульфат аммония 0,6—1,3 и тиамин 0,0033—0,0045.

Подберезный В. В. и соавт. (1996) рекомендуют для В. subtilis свою среду из нативной подсырной сыворотки, обогащенную со­левыми компонентами (сульфат железа, двузамещенный фосфат калия, молибденат аммония, бикарбонат натрия). Она превосхо­дила по накоплению биомассы МП Б и молочную сыворотку В. И. Никитенко.

Осадчатая А. И. и соавт. (1997) исследовали влияние ши­рокого спектра источников углеводов на рост промышленно важных штаммов В. subtilis. В сравнении с традиционной глю­козой стимулирующий эффект зеленой патоки были выше в 2,7 раза, а глюкозы в сочетании с ксилозой—в 2,5 раза. В ре­зультате подобран оптимальный состав компонентов питатель­ной среды.

Чаплинский В. Я. и соавт. (1992) предлагают для выращива­ния спорообразующих аэробных бактерий В. subtilis и В. licheni-formis среду, содержащую 500—600 г/л пивного сусла; 50—60 г/л гидролизата мяса; 25—30 г/л агар-агара, воду и дополнительно, с целью повышения выхода биомассы, увеличения антагонистиче­ской активности бактерий и их устойчивости к лиофильной суш­ке, 50—100 г/л хлоропластной фракции зеленого сока из листо-стебельной биомассы люцерны.

Рак Н. (1993) исследовал образование бацитрацина В. licheni-formis при различных культуральных условиях. Главными компо­нентами среды являлись глюкоза, (NH^SC^, KH2PO4. СаСОэ ис­пользуется для снижения ингибирующего действия глюкозы. За­мена (NH.»)2S04 на глутаминовую кислоту повышает выход продукта в 4—5 раз.

Усанов Н. Г. и соавт. (1992) предлагают способ выделения бактерий В. macerans из почвы, включающий получение накопи­тельной культуры из образца почвы посевом на питательную сре­ду, состоящую из а-циклодекстрина 3—10 г/л; кукурузного экс­тракта 0,19-0,21 г/л; КШР04 0,19-0,21 г/л; (Nf^HPO* 0,19-0,21 г/л и последующим пересевом на агаровую среду (картофельно-глюкозный агар).

В. cereus известен как возбудитель мастита сельскохозяйствен­ных животных, а также широкого спектра заболеваний человека.

Mossel D. et al. (1967) разработали элективно-индикаторную среду для В. cereus, в которой используется характерная для дан­ного микроорганизма лецитиназная активность и неспособность

усваивать маннитол, а элективность обеспечивается добавлени­ем полимиксина.

Kim H., Goepfert J. (1971) описали среду с полимиксином и яичным желтком, а среда Кендала расчитана на сбраживание маннитола и реакцию с яичным желтком (Parry J. et al. (1983).

Holbrook R., Anderson J. (1980) разработали селективно-диаг­ностическую среду РЕМВА для изоляции и подсчета В. cereus, включающую пептон, маннитол, хлорид и пируват натрия, суль­фат магния, фосфаты, бромтимоловый синий и агар-агар. Выпу­скается в настоящее время фирмой «Oxoid» под коммерческим названием «Cereus Selective Medium».

Левина Е. Н. и соавт. (1974) для накопления токсина В. cereus применяли модифицированную ими среду Торна с добавлением 1% сыворотки, глюкозы и бикарбоната натрия.

Кочемасова 3. Н. и соавт. (1987) приводят рецептуры следую­щих сред для обнаружения В. cereus: солевого полимиксинового агара с ТТХ, глюкозопептонной среды и среды Донована.

Mazas M. et al. (1995) показали высокую эффективность (по проценту споруляции и термостабильности спор В. cereus) пита­тельного агара с Мп²⁺, обогащенного питательного агара, среды Angelotti и молочного агара.

Devasconcellos E, Rabinovitch L. (1995) предложили новую формулу альтернативной селективно-индикаторной культур-альной среды без антибиотиков для изоляции и предварительно­го подсчета В. cereus в пищевых продуктах. Эта среда VPvM дает возможность как индикации гидролиза яичного лецитина, так и четкой идентификации колоний В. cereus и соответствующих ви­дов В. thuringiensis, не только по морфологии, но также по цвету. С другой стороны, В. megaterium ингибируется в VPvM. потому что среда содержит комбинацию Триса и окисленного редуциро­ванного резазурина. При отсутствии обеих этих субстанций ин-гибирования не наблюдается. Данные соединения присутствуют при рН 8,2±0,1 в рецептуре, которая также содержит триптон, яичный желток и соли—ингибируют или тормозят рост других микроорганизмов обнаруживаемых в пищевых продуктах. В сравнении с традиционной средой Mossel (MYP), представлен­ная имеет два положительных качества: не требуется наличия ан­тибиотиков, таких как полимиксин В; несложность и возмож­ность быстрого изготовления в лабораторных условиях.

Добавление стрептомицина в комплексные среды эффектив­но при выделении любых штаммов В. sphaericus (Hertline В. et al. 1979).

Элективная среда BATS для штаммов В. sphaericus. патоген­ных для насекомых, разработанная Yousten A. et al. (1985), содер­жит аргинин в качестве единственного источника азота, углеро­да и стрептомицин.

Pundle A., Sivaraman H. (1994) оптимизировали среду для продукции пенициллин-У-ациклазы В. sphaericus (NCIM 2478),

9* 259

продуцировавшего высокие уровни этого фермента (100 Ед/г су­хих клеток) когда росли на жидкой солевой среде с погруженны­ми зернами при 25°С в течение 20 ч. Дополнение среды 1 % (w/y) пшеничными отрубями или их водным экстрактом приводило к более чем 70%-ому увеличению общей ферментативной актив­ности. Удаление NazHPCb, MgSCb, СаСЬ, FeSCK CuSO и KCI из среды на рост и продукцию фермента не влияло.

Yamaguchi N. et al. (1993) изучали эффект Сахаров на образо­вание микробиологического пиразина Natto В. в синтетической жидкой среде, содержащей различные источники углерода. 14 пиразинов были идентифицированы с помощью GC и GC-MS. Наибольший выход пиразинов наблюдался при добавлении глю­козы и общее количество пиразинов составляло более, чем 42 мг/л культурального бульона. 17 источников углерода разделили на 5 групп (А, В, С, D, Е) моделей образования пиразина. В случае группы A (D и L-арабиноза, ксилоза, галактоза и сорбоза), 2-ме-тилпиразин являлся основным продуктом. В группе В (глюкоза, фруктоза, манноза, сахароза и маннитол) основными продуктами были триметил- и тетраметил-производные. Основным продук­том группы С (трегалоза и сорбитол) являлся 3-этил 2,5-диметил-пиразин, а для группы D (раффиноза и стахиоза) был 2,5-диме-тилпиразин. Группа Е (L-рамноза, мальтоза и лактоза) не могла относиться к каким-нибудь другим группам. Выход пиразинов в культуральных бульонах был сопоставим с клеточным ростом в каждой группе, за исключением группы Е.

Nakajo M., Moriyama Y. (1994) разработали селективную среду т-ТАА и метод подсчета для температурорезистентных спор В. со-agulans. Это один из принципиально-причинных организмов, от­ветственных за порчу по слабокислому типу пищевых продуктов термообработанных и герметически упакованных. Для приготов­ления среды 10 г фитона, 5 г дрожжевого экстракта, 5 г декстрина и 4 г фосфата калия были растворены в 500 мл дистиллированной воды и доводили рН раствора до 4,6. Другой раствор получали рас­творяя 20 г агара в 500 мл дистиллированной воды. Оба раствора автоклавировались при 121°С в течение 15 мин и перед использо­ванием смешивались после расплавления. В залитом диске среды инкубировали при 55°С в течение 5 суток; споры В. coagulans, на­гретые до 100°С за 30 мин, продуцировали среднее эквивалентное число видимых колоний на декстрозо-триптоновом агаре (рН 7,0), в то время как нагретые подобным образом споры В. stearother-mophilus, В. circulans, В. licheniformis, В. subtilis, В. cereus, В. mac-erans, В. brevis и В. pumilus колонии не продуцировали. Этот метод селективного подсчета был применен и к пищевым ингредиентам. Все 14 изолятов от колоний сформированных на дисковой среде идентифицировались с В. coagulans.

Buyer J. (1995) разработал плотную среду для подсчета и изо­ляции почвенных и ризосферных микроорганизмов, названную средой для ризосферной изоляции, содержащую глюкозу и 15 из

20 общих аминокислот. Отсутствие 5 других аминокислот, а именно, аспартиковой кислоты, аспарагина, цистеина, пролина и треонина ингибирует рост В. mycoides, обычно неожиданно встречаемой бактерией, которая быстро распространяется на агаровых средах, усложняя изоляцию и подсчет других микроор­ганизмов. В сравнении с похожей средой, содержащей казами-новые кислоты, среда для ризосферной изоляции имела полови­ну числа обычно образующихся колоний В. mycoides, с диамет­ром каждой колонии в 2 раза меньшим. Обе среды имели сходное общее количество бактериальных колоний. Изоляты были разде­лены на таксономические группы, грубо соответствующие видам и родам, по анализу жирнокислотного метилового эфира и чис­ленным методам. В изолятах от среды для ризосферной изоля­ции обнаруживались 24 рода и 41 вид, в то время как 19 родов и 35 видов обнаруживались в изолятах из среды с казаминовыми кислотами. Но значительная группа бактерий обнаруживалась только на одной из сред, указывая, что 5 отсутствующих амино­кислот не имели большого эффекта на другие, чем В. mycoides, организмы. Эта среда может оказаться полезной в исследовани­ях почвы и ризосферы, где рост В. mycoides нежелателен.

Fernandez P. et al. (1995) изучали влияние рН и типа окисли­теля (лимонная кислота или глюконо-дельта-лактон) восстано­вительной среды на температурную резистентность В. stearother-mophilus ATCC 12980. Споры нагревались в бидистиллированной воде в качестве референсного субстрата и в кислотном грибном экстракте с использованием лимонной кислоты или глюконо-дельта-лактона как окислителей (рН 6,2) и субкультивировались в референсной (рН 7) и окисленной (рН 6,2) средах. Рассматри­валось повышение чувствительности к рН в период обработки у спор, подвергшихся тепловой обработке. Во всех случаях, значе­ния D были ниже в окисленной восстановительной среде, чем полученные в референсной среде, но тип окислителя, использо­ванный в восстановительной среде не влиял на значения D. От­сутствие влияния на величину z рассматривалось как следствие различий восстановительных сред, но они изменялись в диапа­зоне от 7 до 10°С как функция различных нагревающих субстра­тов. Глюконо-дельта-лактон оказался таким же эффективным как лимонная кислота в управлении микробиологической пор­чей пищевых продуктов. РН имеет большое влияние на умень­шение значений D, особенно когда подкисление субстрата и вос­становительной среды сочетаются. Следовательно необходимо использовать данный эффект при подсчете в процессе вычисле­ний или подтверждении результатов.

Schuster К. et al. (1995) разработали синтетическую среду для непрерывного культивирования В. stearothermophilus PV 72 с це­лью совершенствования методики получения фрагментов кле­точной стенки с определенными, важными для биотехнологии. свойствами.

Соломатина П. С. и соавт. (1984) предлагают питательную среду для В. thurengiensis.

Liu W, Bajpai R (1995) модифицировали известную росто­вую среду для В. thuringiensis с целью использования при перио­дической с высокой плотностью ферментации. Среда была вы­брана для ограничения сложной питательной потребности при периодическом и непрерывном культивировании. Установлена эффективность добавления дрожжевого экстракта или отвара зерна, тогда как соли и аминокислоты не оказывали действия. При культивировании во встряхиваемых бутылях уменьшение концентрации глюкозы и добавление отвара зерна делало среду углерод-ограниченной. Перечисленные модификации среды позволяли получать более высокую плотность клеток.

Takagi H. et al. (1995) увеличивали продукцию щелочной эла-стазы, в том числе новым, с высокой эластолитической активно­стью, алкофильным штаммом Bacillus путем изменения состава культуральной среды. Суммарную активность увеличивали в 3 раза используя кислотный гидролизат соевых бобов; выход продукции заметно возрастал после преципитации с сульфатом аммония.

Ряд сред, предназначенных для выделения В. aminovorans— с триметиламином в качестве источника N и С (Claus D., Berke­ley R., 1986); В. azotofixans—агаризованная, не содержащая N, с тиамином и биотином (Seldin L. et al., 1984); В. benzoevorans— минимальная с бензоатом в качестве источника С и энергии (Pichinoty Е, Asslineau J., 1984); В. fastidiosus—минимальная с мочевиной и аллантионом в качестве источника N и С (Воп-gaerts G., Vogels G., 1976) представлены в работе Амбулос Н. и соавт. (1992).

Дата добавления: 2015-07-08