Глава 1. Общая физиология возбудимых тканей 3 страница

Филогенетические деревья K_V-каналов продемонстрированы на рис. 1-15. На нем при филогенетической реконструкции, основанной на сходной аминокислотной последовательности, показаны потенциалуправляемые (voltagegated) K⁺-каналы семейств K_V1-K_V6, K_V7 и K_V8-K_V9. Среди этой группы только K_V1.8 в настоящее время испытывает недостаток в названии HGNC. Пять членов группы K_V семейства K_V7 (KCNQ1-KCNQ5) в настоящее время (с 2005 г.) могут быть внесены в союз с другими белками канала K_V, и поэтому не показаны в отдельном филогенетическом дереве, как это представлялось ранее. Три оставшиеся семейства K_V - K_V10, K_V11 и K_V12 - достаточно близко связаны друг с другом, чтобы быть показанными в отдельном филогенетическом дереве.

Рис. 1-15. Филогенетические деревья для семейства KV.

А - филогенетическое дерево для семейства К_V1-К^9-каналов. Аминокислотные последовательности K_V-канала включают K_V1-K_V6 и K_V8-K_V9 семейства, которые были внесены до 2005 г. Б - последовательности K_V7.1-K_V7.5, K_V6.4 и K_V8.2 были добавлены к существующему филогенетическому дереву. Только гидрофобные ядра канала (S1-S6) использовались для анализа. В - филогенетическое дерево для семейств K_V10-K_V12-каналов

Группы K_ir

Следующий класс 2S-белков включает три группы каналов inward rectifiers channels (K_ir), которые можно назвать, хотя и очень длинно, как «К⁺-каналы аномального выпрямления с током входящего направления». N- и С-терминали этих каналов также расположены в цитоплазме, P-петля между двумя трансмембранными доменами формирует пору, и функционирующий канал представляет собой тетрамер этих 2S/1P-субъединиц.

Клонирование первых inward rectifiers K⁺-channels - K_ir1.1 (ROMK1) и K_ir2.1 (IRK1) - было осуществлено в 1993 г., и последовательность новых членов этого семейства была идентифицирована, включая К-канал, связанный с G-белком, (K_ir3) и АТФ-чувствительный К-канал (K_ir6). Эти каналы играют важную физиологическую роль в функции многих органов, включая мозг, сердце, почки, эндокринные клетки, слуховые клетки и клетки сетчатки. Молекулярная организация этих каналов приведена на рис. 1-16 А. Филогенетическое дерево, показанное на рис. 1-16 Б, иллюстрирует родственные связи, основанные на последовательности аминокислотных остатков, между семью основными

подсемействами K_ir. В настоящее время новые члены этого семейства не были идентифицированы. Поскольку это филогенетическое дерево появилось только в 2002 г. в издании IUPHAR, маловероятно, что какие-либо другие новые члены были обнаружены за это время.

В последнее время метод рентгеноструктурной кристаллографии дал возможность описать структуру цитоплазматического региона K_ir3.1, полную структуру бактериальных K_ir1.1 и цитоплазматическую область K_ir2.1. Эти данные демонстрируют, что inward rectifiers K⁺-channels имеют длинную пору, уходящую в цитоплазму, и подчеркивают важность отрицательных зарядов аминокислотных остатков на стенке цитоплазматической части поры, которая играет важную роль аномального выпрямления. Эти исследования обеспечили понимание механизмов регулирования ворот канала посредством лигандов через G-белки и фосфатидилинозитол 4,5-бифос- фат. Информация, полученная благодаря анализу кристаллической структуры, чрезвычайно ценна, так как позволяет оценить структурно-функциональные отношения. Также примечательны издания, посвященные изучению динамических аспектов функции канала.

Рис. 1-16. Молекулярная организация inwardly rectifying potassium channels - K⁺-каналов аномального выпрямления с током входящего направления (K_ir).

А - одна субъединица К_1r-канала представляет собой α-спираль с двумя трансмембранными сегментами (S5 и S6), расположенными в цитоплазме N- и C-терминалями, и короткую Р-петлю, формирующую пору. Б - ассоциация четырех субъединиц в К_ir-канал. В - филогенетическое дерево для К_ir-каналов

K⁺-каналы с двумя петлями в домене (two-P potassium channels - К_2Р)

Меньше чем за десятилетие, начиная с открытия K_2Р-каналов, их изучение показало, что базовая утечка ионов K⁺ через специализированные пути представляет собой эффективно регулируемый механизм контроля возбудимости клеток. Пути утечки ионов K⁺, активные в покое, стабилизируют мембранный потенциал ниже порога генерации взрывной (пачечной) активности и ускоряют реполяризацию. Хотя существование токов утечки было предположено в 1952 г. Hodgkin и Huxley, они оставались биофизическим курьезом в течение пяти десятилетий. Идентификации первых молекулярных механизмов тока утечки ионов K⁺ способствовало клонирование K⁺- каналов с двумя пороформирующими петлями в каждой субъединице и четырьмя трансмембранными сегментами (или восемью трансмембранными сегментами) в Saccharomyces cerevisiae и Caenorhabditis elegans. После этого K_2P был изолирован из нервно-мышечной ткани Drosophila melanogaster. Биофизические характеристики показали, что K_2P должен быть K⁺-селективным каналом с определенными параметрами проводимости, т.е. с потенциалнезависимым воротным механизмом, и предсказанным Goldman, Hodgkin, Katz выпрямлением. Когда концентрация ионов K⁺ симметрична с двух сторон мембраны, K_2Р-ток

и демонстрируют линейную зависимость от потенциала. При физиологических условиях (высокая концентрация ионов K⁺ внутри и низкая снаружи) K_2P проводит более значительный ток из клетки, чем внутрь клетки. Наблюдается поток ионов, направленный в большей степени наружу, чем внутрь клетки.

Поразительная черта K_2Р-каналов - организация их субъединицы. Каждая имеет две P петли и четыре S сегмента (рис. 1-17 А). Эта отличающаяся топология (2P/4S) может быть найдена в более чем 70 предсказанных гомологах в базе данных, полученных при изучении генома. Пятнадцать генов млекопитающих в семействе обозначены как гены KCNK, кодирующие K_2Р-каналы (рис. 1-17 Б и В). При экспрессии легко обнаруживается функция ионного канала. Как ожидалось, для регуляторов возбудимости K_2Р-каналы находятся под сильным контролем множества химических и физических стимулов, включая напряжение кислорода, pH, липиды, механические растяжения, нейротрансмиттеры и рецепторы, связанные с G-белком. Каналы также служат молекулярными мишенями для некоторых летучих и местных анестетиков. Регуляция K_2Р-каналов связана с изменениями в их свойствах, например вероятности открытия каналов. Тем не менее некоторые регуляторные изменения, например фосфорелирование K_2P2, обеспечивает появление выпрямляющих свойств с чувствительностью к потенциалу.

Рис. 1-17. Молекулярная организация для two-P potassium channels - K⁺-каналов с двумя петлями в домене (К_2Р). Обратите внимание, что этот канал выполняет функцию так называемого канала утечки.

А - одна субъединица К_2Р-канала представляет собой α-спираль с четырьмя трансмембранными сегментами, расположенными в цитоплазме N- и C-терминалями, и двумя Р-петлями, формирующими пору. Б - ассоциация двух субъединиц в К_2Р-канал. В - объемное изображение К_2Р-канала. Г - филогенетическое дерево для К_2Р-каналов

Ca²⁺-активируемые K⁺-каналы (K_Ca)

Молекулярная организация K_Ca-каналов представлена на рис. 1-18 А, Б. Филогенетическое дерево, представленное на рисунке, иллюстрирует факт, что эти каналы формируют две хорошо определенные, но только отдаленно связанные группы. Одна из этих групп включает три K_Cа-канала с низкой проводимостью (K_Ca2.1, K_Ca2.2 и K_Ca2.3), а также канал K_Ca3.1 с промежуточной проводимостью. Эти каналы не потенциалуправляемы и активизируются низкими концентрациями внутриклеточного Ca²⁺ (<1,0 μΜ), в отличие от K_Cа1.1 (KCNMA1, Slo1), который активизируется и потенциалом, и внутриклеточным Ca²⁺. Эти три K_Cа-канала с низкой проводимостью чувствительны к блокирующему действию апамина (100 пМ-10 нМ), что отличает их от всех других K_Cа-каналов. И K_Cа-каналы с низкой проводимостью, и каналы с промежуточной проводимостью играют важную роль во многих процессах, включающих Са²⁺-зависимый сигналлинг в электровозбудимых и электроневозбудимых клетках. Они не связывают свободные ионы Ca²⁺ непосредственно, а скорее, обнаруживают Ca²⁺ через кальмодулин, постоянно связанный с C-терминальным регионом. Связывание кальция с этим кальмодулином приводит к конформационным изменениям, которые, в свою очередь, ответственны за воротный механизм канала.

Филогенетическое дерево, показанное на рис. 1-18 В, иллюстрирует зависимость последовательностей группы K_Cа-каналов, которая включает K_Cа1.1 (Slo или Slo1), K_Ca4.1 (Slack или Slo2.2), K_Ca4.2 (Slick или Slo2.1) и K_Ca5.1 (Slo3). Каналы K_Ca1.1 изучали в клетках мозга, улитки и мышцах, и известно, что чередующиеся сплайсинги их мРНК ответственны за их значительные функциональные различия. В отличие от K_Ca2- и K_Ca3-каналов, связывание ионов Са²⁺-каналом

K_Ca1.1 не зависит от его ассоциации с кальмодулином, но полагают, что оно определяется, по крайней мере, тремя связывающими двухвалентные катионы участками в цитоплазматической карбоксильной области каждой субъединицы канала. Два независимых высоко чувствительных Ca²⁺-связывающих участка, названные «calcium bowl», сформированы отрицательно заряженными сегментами в дистальной карбоксильной терминали белка и внутри первой RCK области, кодирующей проксимальную C-терминаль белка. Третий низкоафинный участок, связывающий двухвалентные катионы, также найден в первый RCK области, которая способствует активации Mg²⁺ и Ca²⁺ при высоких концентрациях (>1 mM).

Три других члена этой группы (K_Ca4.1, 4.2 и 5.2) были включены в K_Cа-спецификацию, так как все они являются членами этой структурно связанной группы генов. Однако в настоящее время появилось больше информации о функциональных свойствах членов этого семейства генов, чем было известно несколько лет назад, когда эти наименования были предложены, и это представляет возможную задачу для спецификации, основанной, скорее, на функциональном сходстве, чем на структурном. В отличие от найденных членов K_Ca1.1, фактически активирующихся внутриклеточным Ca²⁺, ни один из других членов этой группы, по-видимому, не может быть также активирован Ca²⁺. Фактически, главным образом, эти три нечувствительных к внутриклеточному Ca²⁺ канала K_Ca4.2 и K_Ca4.1, активируются внутриклеточными ионами Na⁺ и Cl^-, а K_Cа5.1 активизируется внутриклеточным защелачиванием (сдвигом рН в щелочную сторону). Таким образом, хотя они структурно связаны с K_Ca1.1, эти три канала не могут быть описаны правильно как «калиевые каналы, активируемые кальцием» на основе функциональных критериев. Это может быть темой для обсуждения среди исследователей данной области.

Рис. 1-18. Кальцийактивируемые К⁺-каналы.

А - одна субъединица K_Cа-канала представляет собой молекулу с семью трансмембранными сегментами (S0-S6) и расположенной в цитоплазме C-терминалью и во внеклеточной среде N-терминалью. Внеклеточная петля P между S5 и S6 формирует К+-селективный фильтр и пору канала, а положительно заряженный 4S формирует сенсор напряжения. Б - ассоциация четырех субъединиц в K_Cа-канал. В - филогенетическое дерево для K_Cа-каналов. Первая группа включает в себя K_Cа2-, K_CаЗ-каналы. Вторая группа включает K_Cа1-,K_Cа4-, K_Cа5-каналы. До настоящего времени к этой топологии никакие новые каналы не добавлены

Механизмы ионной селективности

Механизмы ионной селективности и проведения ионов через пору каналы частично изучены. Общие представления сводятся к следующему. На рис. 1-19 А представлены гидратированные ионы К⁺ и Na⁺ и их состояние в растворе и в поре. Когда ионы К⁺ проходят через селективный фильтр, они теряют связанные с ними молекулы воды и вместо воды начинают кооперироваться с восемью атомами кислорода карбоксильных групп скелета основной цепи молекулы белка, четыре из которых показаны на рис. 1-19 Б. Это фрагмент аминокислотной последовательности каждой Р- петли. Меньшие по диаметру ионы Na⁺, вдобавок имеющие «более тесную рубашку» из молекул воды, не могут эффективно кооперироваться с атомами кислорода и поэтому проходят через K⁺- канал крайне редко.

На рис. 1-19 Б показаны только две находящиеся в противоположном положении субъединицы канала. Внутри селективного фильтра каждый обезвоженный ион K⁺ взаимодействует по длине поры с восемью атомами кислорода (красные

хвостики на схеме), два из каждой из четырех субъединиц, так чтобы заменить восемь молекул воды.

На рис. 1-19 В продемонстрированы два альтернативных состояния, при которых ионы K⁺ двигаются через канал. В состоянии (1), когда движение идет так, что мы его наблюдаем, глядя из экзоплазматической стороны внутрь канала, можно увидеть гидратированный ион K⁺ вместе с восемью связанными молекулами воды. Кроме того, показаны ионы K⁺ в позиции 1 и 3 внутри селективного фильтра, а также тот же полностью гидратированный ион K⁺ внутри устья канала.

В процессе движения ионов K⁺ каждый ион в состоянии (1) двигается одним шагом внутрь канала, образуя состояние (2). Таким образом, в состоянии (2) ион K⁺ на экзоплазматической стороне канала потерял 4 из 8 молекул воды, ион в позиции 1 в состоянии (1) перемещается в позицию 2, и ион в позиции 3 в состоянии (1) двинулся в позицию 4. Во время перемещения из состояния (2) к состоянию (1) ион K+ в позиции 4 двинулся в устье канала и приобрел восемь молекул воды, в то время как другой гидратированный ион K⁺ двинулся в канал.

Рис. 1-19. Механизмы ионной селективности и проведения ионов Na⁺ и K⁺ через K^+-канал бактерии Streptomyces lividans.

А - схема гидратированных и дегидратированных ионов Na⁺ и K⁺ в растворе и в поре К⁺-канала. Б - схема электронной плотности, полученная с высоким разрешением методом рентгеновской кристаллографии, демонстрирует ионы K⁺, проходящие через селективный фильтр. С - интерпретация карты электронной плотности, демонстрирующая два альтернативных состояния, при которых ионы K⁺двигаются через канал

Сенсор напряжения

Работа сенсора напряжения была изучена в основном на примере K⁺-канала. Как полагают в настоящее время, первые четыре (S1-S4) функционируют как сенсор напряжения, а последние два (S5-S6) формируют проводящую пору. В области сенсора напряжения сегмент S4 имеет последовательность из четырех или более остатков аргинина или остатков лизина, причем каждый отделен двумя гидрофобными остатками, которые перемещаются в электрическом поле мембраны при изменении потенциала на мембране. Движение этих заряженных аминокислотных остатков было зарегистрировано экспериментально (так называемый воротный ток). Более того, было показано, что открытие одного канала сопровождается движением части белка с общим зарядом 13 элементарных зарядов (e₀).

После работ группы MacKinnon Katz была представлена оригинальная «модель весла», построенная на основе идеи о погруженных в липид сегменте S2 и S1-S2-петли. Структура позволяла допустить, что сенсор напряжения располагается на N-терминали, ограниченной петлей S3, и/или на их С-терминали, ограниченной острым поворотом на остатке глицина в S5. Первые несколько поворотов, соответствующие части C- терминали из традиционного определения S4, упомянуты здесь как S4-S5-линкер. Пластичность последнего позволяет «веслам» сенсора напряжения двигаться свободно относительно белкового

«тела» канала, расположенного внутри мембраны

(рис. 1-20 А).

Основные заключения последних исследований следующие:

• сегменты S1, S2, S3 и S4 спиральные трансмембранные;

• петли не защищены от водной среды;

• заряды, которые несет S4, не расположены в липидном слое (рис. 1-20 Б).

Результаты исследований дают неопровержимое доказательство того, что воротные заряды сегмента S4 частично «выставлены» во внеклеточный раствор. Это принципиально расходится с концепцией гидрофобного катиона, центрального пункта в «модели весла».

Другой спорный вопрос касается степени смещения сегмента S4 поперек мембраны после активации канала. Для «модели весла» перемещение должно быть не менее 15-20 Е, тогда как в традиционных моделях это перемещение не превышает 5 Е. Результаты исследований методом резонансного переноса энергии показали, что вертикальное смещение сегмента S4 не превышает 2 Е. Столь небольшое движение не соответствует «модели весла» и поддерживает альтернативную модель, в которой белок формирует профиль электрического поля, фокусируя его поперек узкого региона сегмента S4. Мощное, но локальное электрическое поле в непосредственной близости от воротных зарядов объясняет, почему требуется лишь маленькое движение, чтобы перенести 13 e₀ через локальную разность потенциалов при открытии канала.

Рис. 1-20. Гипотеза воротного движения зарядов. Схематические представления оригинальной «модели весла» и топологическая модель Cuello et al. в открытоинактивированном состоянии. На каждой из двух панелей внутриклеточная часть расположена внизу, а внеклеточная часть - сверху.

А - (1) «модель весла», как ее представляли Jiang et al. Сегменты S1-S4, S5-S6 - пора. В этой модели S1- и S2-сегменты вложены в двойной слой, и заряды S4 обращены в бислой. (2) В «модели весла» воротные заряды (надписанный плюс) можно было бы переносить через мембрану от внутренней поверхности (низ) до внешней поверхности (верх) движением весел сенсора напряжения внутри липидного слоя мембраны, что, в свою очередь, могло открыть пору. (3) MacKinnon et al. нашли, что сенсоры напряжения в бактериальном калиевом канале - заряженные «весла», движение которых осуществляется через жидкую мембрану в сторону внутриклеточной среды. Четыре сенсора напряжения (два из которых показаны на рисунке) связаны механически с воротами канала. Каждый сенсор напряжения имеет четыре привязанных положительных заряда (аргининовые аминокислоты). Высокая чувствительность ворот канала к потенциалу объясняется фактом, что открытие канала сопровождается перемещением в общей сложности 16 зарядов поперек мембраны. Хотя в 2007 г. сами авторы опровергли теорию «весла», она вошла во все зарубежные учебники, изданные в 2008 г. Именно поэтому мы вынуждены привести теорию «весла», отмечая ее несостоятельность. В следующей части рисунка (Б) мы приводим классическую теорию. Б - (1) топология, как это предложено Cuello et al. Сегменты S1-S4, S5-S6 - пора. S1 и S2 - это трансмембранные сегменты, S1 окружен остальной частью белка. S4-сегмент расположен на периферии, но его заряды направлены от бислоя и в центр белка с более внеклеточным зарядом, экспонированным в регион перехода бислоя липида. Поскольку большинство зарядов прикрыто сегментом S4, показаны только первый и четвертый заряды. (2) Обычная модель voltagedependent gating устанавливает, что воротные заряды перемещаются через ядро белка трансляцией и/или вращением-ротацией S4 спиралей, которые двигаются независимо от других белковых сегментов в пределах ворот поры. (3) Модель перемещения S4 в канале, приводящего к открытию или закрытию ворот

Сl^--канал

Потенциалуправляемые хлорные каналы ClC (рис. 1-21 А) были впервые клонированы в 1990 г. из электрического органа Torpedo. Эти клонированные каналы известны как ClC-0. Ген, кодирующий ClC-0, был впервые обнаружен в

мозге млекопитающих и относится к большому суперсемейству, включающему минимум восемь гомологичных генов.

Хлорный канал CFTR (рис. 1-21 Б) представляет собой гликопротеин с двумя находящимися в мембране доменами MSD1 и MSD2, причем каждый состоит из 6 трансмембранных сегментов.

Рис. 1-21. Молекулярная организация двух различных Сl--каналов.

А - потенциалуправляемые хлорные каналы ClC. Б - хлорный канал CFTR (cystic fibrosis transmembrane conductance regulator) эпителиальных клеток. В настоящее время он обнаружен в сердечных клетках

Механоуправляемые каналы

Механосенситивность представляет собой универсальное свойство практически всех клеток. Однако принцип передачи и преобразования механического стресса в ответную реакцию клетки до сих пор не ясен. Преобразование механического сигнала в клетке, по-видимому, должно реализовываться через:

• цитоскелет и его механохимические компоненты, такие, как актин и тубулин;

• клеточные поверхностные протеины, такие, как интегрины;

• механосенситивные ионные каналы (МСК). Из всех перечисленных структур, обеспечивающих механическую передачу в клетке, МСК наиболее просты в изучении, поскольку их ответ на механическое воздействие быстрый и легко оценивается. Наиболее важная информация относительно свойств МСК вначале была получена не от специальных механосенситивных клеток, а при изучении клеток, чья основная функция не связана с механочувствительностью. Это объясняется тем, что передача механического стресса в клетке тесно связана со структурными компонентами мембраны, натяжение которой они чувствуют, а получить изолированные клетки с неповрежденной мембраной достаточно сложно.

МСК отвечают на механический стресс мембраны изменением вероятности открытия канала. Эти каналы существуют в слуховых клетках, механорецепторах, мышечных веретенах, сосудистом эндотелии и нейросенсорной ткани, где их

физиологическая функция достаточно понятна. Однако менее понятно, почему электроневозбудимые клетки, такие, как клетки крови и эпителиальные клетки, нуждаются в каналах, которые отвечают на механические стимулы. По-видимому, это связано с тем, что все клетки должны сталкиваться с проблемой регуляции объема и электролитного гомеостаза. Регуляция клеточного роста также требует специфической механопередающей системы, которая определяет физические изменения клеточных размеров и формы. Таким образом, нельзя исключить, что нерегулируемый рост, характерный для раковых клеток, связан с поломкой такой механопередающей системы.

Определение канала как механосенситивного эмпирическое и означает изменение вероятности открытия канала в ответ на механическую деформацию мембраны. Механочувствительность определяется каналами, активирующимися при растяжении клетки, - stretch-activated channels (SAC). Определено, что изменение проницаемости МСК происходит в ответ на натяжение (tension) мембраны, которое «чувствует» канал или окружающие его липиды или связанный с ним цитоскелет мембраны.

На рисунке 1-22 А показаны молекулярная организация канала, активирующегося при растяжении клетки (SAC), и два основных сегмента канала: трансмембранный сегмент 1 (ТМ1) и трансмембранный сегмент 2 (ТМ2). Затем (рис. 1-22 Б, В) в двух плоскостях показан SAC в закрытом и открытом состоянии, при этом определено расположение всех сегментов канала.

Рис. 1-22. Молекулярная организация механосенситивного канала

Водный канал

На рис. 1-23 А представлена схематическая диаграмма топологии единичной субъединицы аквапорина с точки зрения ее положения в мембране. Три пары трансмембранных гомологичных альфа-спиралей (А и А', Б и Б', С и С) ориентированы в противоположные стороны с точки зрения плоскости мембраны и соединяются двумя гидрофильными петлями, содержащими короткие не пересекающие мембрану спирали и аспарагиновые (N) остатки. Эти петли изгибаются, образуя пору, окруженную шестью трансмембранными спиралями, которые встречаются в центре, образуя часть водно-селективных ворот.

На рис. 1-23 Б продемонстрирована структурная модель белка-тетрамера, состоящего из четырех одинаковых субъединиц. Каждая субъединица образует водный канал как видно в этой проекции при взгляде сверху на белок с экзоплазматической стороны. Один из мономеров показан

с молекулярной поверхностью в которой видна пора «вход» в устье канала.

На рис. 1-23 В показан вид поры сбоку в единичной аквапориновой единице в которой несколько молекул воды (кислород показан красным цветом и водород - голубым) видны в 2 нанометровых водно-селективных воротах, которые отделяют отделы водосодержащего цитозоля клетки и внеклеточной среды. Ворота содержат высоко стабильные (консервативные с точки зрения последовательности) аргининовые и гистидиновые последовательности, и две аспарагиновые (голубой цвет) последовательности, чьи боковые цепи образуют водородные связи с транспортируемой водой (ключевые последовательности ворот изображены синим цветом). Транспортируемая вода так же образует водородные связи с карбониловыми группами главной цепи цистеновой последовательности. Расположение этих водородных связей и узкий диаметр поры в 0.28 нанометра предотвращает прохождение через канал протонов (например H₃O⁺) или других ионов.

Рис. 1-23. Молекулярная организация белка водного канала аквапорина.

А - планометрическая структура одной субъединицы аквапорина в мембране. Б - структурная модель белка-тетрамера. В - вид поры сбоку

Ионные насосы

АТФ-энергетические насосы определяют так называемый активный транспорт. Активный транспорт использует энергию для осуществления перемещения вещества через мембрану из области низкой концентрации в область высокой, т.е. против электрохимического градиента вещества.

Активный транспорт требует связывания транспортируемого вещества с переносчиком мембраны. Поскольку эти переносчики перемещают вещество против градиента концентрации, они называются «насосами». Насосы, обеспечивающие активный транспорт, специфичны для транспортируемого вещества и насыщаемы, т.е. их поток максимален, когда все специфические места связывания с переносимым веществом заняты.

Движение из области с более низкой концентрацией к области с более высокой и обеспечение поддержания установившейся концентрации на одной стороне мембраны могут быть достигнуты только непрерывным энергетическим обеспечением транспортного процесса. Эта энергия может:

• изменять аффинность центра связывания на транспортере так, чтобы аффинность связывания на одной стороне мембраны была более высокой, чем на другой;

• изменять скорости, с которыми центр связывания на переносчике сдвигается от одной поверхности до другой.

Активный транспорт должен быть связан с одновременным переходом некоторого источника энергии от более высокого энергетического уровня к более низкому энергетическому уровню. Для активного транспорта известно два варианта использования переносчиками энергии:

• прямое потребление АТФ в первично активном транспорте;

• использование градиента концентрации ионов относительно мембраны, созданного первично активным транспортом, для управления процессом вторично активного транспорта. Рассмотрим АТФ-энергетические насосы

Дата добавления: 2015-08-13