Методы бактериологического исследования микобактерий широко описаны в разделе «Возбудители туберкулеза и их изменчивость». Хотелось бы отметить, что применение только стандартных микробиолгических методик недостаточно для эффективной бактериологической диагностики туберкулеза. Известная олигобациллярность образцов диагностического материала, обнаруженная сниженная жизнеспособность и ферментативная активность микобактерий их очагов внелегочного туберкулеза обосновывают и диктуют необходимость использования посева на L-формы для повышения эффективности бактериологической диагностики туберкулеза [32].
В силу того, что туберкулиновая проба не является видоспецифичной из-за общих антигенов многочисленных видов микобактерий, способных сенсибилизировать животных, а некоторые условно-патогенные микобактерии вызывают у животных поражения, сходные с таковыми при туберкулезе, вызванном M. bovis и M. tuberculosis. Биологическая проба со слабовирулентными штаммами микобактерий туберкулеза нередко дает неопределенные результаты, схожие с воздействием условно-патогенных видов. В этих случаях большое значение имеют бактериологические исследования с углубленным изучением культурально-биохимических и хемотаксономических свойств выделенных штаммов микобактерий А.А. Лозовская и соавт. (2006) [28] описывают некоторые эпизоотологические клинические и патологоанатомические особенности распространения и проявления микобактериальной инфекции, вызванной M. xenopy. Используя разные методы идентификации выделенных микобактерий авторы пришли к выводу, что наиболее эффективными методом идентификации этого вида возбудителя туберкулеза является определение состава высокомолекулярных эфиров жирных миколовых кислот с числом углеродных атомов 22, 24 и 26 с типичными двойными пиками насыщенных и ненасыщенных кислот.
Идентификация микобактерий
Существенное значение для постановки диагноза на туберкулез имеет своевременная и точная идентификация выделенных из клинического образца культур микобактерий. В настоящее время существует ряд способов идентификации микобактерий. Методы выделения их на плотных (в первую очередь Левенштейна-Йенсена) и жидких (Middlebrook 7H9) средах с последующей культуральной и биохимической идентификацией сохраняет свое значение и в наше время. Однако все большее место занимают молекулярно-генетическия методы и высокоэфективная газожидкостная хроматография (ВЭЖХ), так как они значительно сокращают время получения результатов. Метод ВЭЖХ был предложен в 1985 году и уже в конце 80—х годов прошлого столетия было сделано заключение о необходимости его широкого применения в медицинской практике. В 1989 году в США ВЭЖХ была включена в обязательный набор тестов для стандартных методов для идентификации микобактерий.
В нашей стране использование этот метод для исследования микобактерий не использовался. М.В. Макаров и соавт. (2009) [27], сообщают, что применение ВЭЖХ для идентификации микобактерий основано на анализе состава высокомолекулярных миколовых кислот клеточной стенки микобактерий. Этот показатель является устойчивым фенотипическим признаком, что позволяет получать воспроизводимые результаты для определенного вида микобактерий. Высокая чувствительность метода дает возможность анализировать культуры, полученные на жидких питательных средах. По заключению авторов статьи, в целом совпадения результатов, полученных с помощью ВЭЖХ и бактериологических методов, имело место в 96,1% случаев, в том числе среди быстрорастуших туберкулезных микобактерий в 96,2%, медленно растущих – 95, 3%, M. tuberculosis – 97,0%. Частичные несовпадения результатов идентификации можно объяснить, с одной стороны, вариабельностью бактериологических свойств одного и того же вида микобактерий, с другой – схожестью свойств разных видов, а также субъективизмом в оценке результатов, полученных с помощью микробиологических тестов. В то же время идентификация методом ВЭЖХ является более точной и быстрой – результат удается получить в течениии 24 часов).
М.А. Иванова и соавт. (2009) [44] обращают внимание на принципиально новый экспресс-метод идентификации микробов – лазерно-флюоресцентный. Он основан на способности специфических органических молекул биологического субстрата флюоресцировать при поглощении лазерного излучения видимого и ультрафиолетового диапазона. Установлено, что по спектрам флюоресценции разные виды микобактерий отличаются друг от друга по форме, пикам и интенсивности свечения. Для повышения интенсивности свечения авторы предложили воздействовать на микобактерии разрушающим структуру клеточной стенки микроорганизмов нефлюоресцирущим детергентом – мирамистином. Разработанная технология идентификации микобактерий на основе явления флюоресценции, индуцированной лазером, имеет специфичность 80–90%.
Одновременно с использованием рутинных методов выявления туберкулезного процесса исследователи занимались разработкой новых диагностических тестов. Ю.И. Макаров и соавт (2006) получили патент на разработанный способ выявления некультивируемых микобактерий туберкулеза крупного рогатого скота, включающий отбор пробы для анализа, посев на питательную среду и выявление микобактерий туберкулеза, отличающийся тем, что перед посевом на питательную среду отобранной пробой заражают морских свинок и осуществляют пассирование зараженного биоматериала через организм морских свинок с интервалом в 21 день, которым одновременно вводят внутримышечно кортизон в дозе 12,5 мг на голову.
Одним из современных методов прямого обнаружения возбудителей туберкулеза также является полимеразная цепная реакция (ПЦР) [33]. С помощью этого метода можно получать микрограммы ДНК или РНК, даже когда они присутствуют в препарате в виде единственной молекулы.
Вся полимеразная цепная реакция осуществляется in vitro с использованием ДНК-полимеразы и олигонуклеотидных праймеров комплементарных двум 3’-концам участков, ограничивающих амплифицируемый дуплексный сегмент.
Возможность быстрой диагностики инфекционных заболеваний путём прямого скрининга ограничивается отсутствием достаточно чувствительных методов детекции. Молекулярно-биологические методы, основанные на использовании специфических зондов для обнаружения патогенных микроорганизмов, имеют ряд преимуществ перед классическими методами культивирования in vitro с последующим биохимическим и серологическим тестированием. Однако, хотя они и не требуют применения биохимических и иммунологических методов, их чувствительность тоже недостаточна для прямой идентификации микроорганизмов в таких сложных клинических образцах, как кал или моча. Чувствительности и специфичности, необходимых для обнаружения экзогенных нуклеотидных последовательностей непосредственно в клинических образцах, можно достичь, если перед гибридизацией с зондами провести ПЦР-амплификацию. Это позволяет получить за несколько часов миллионы копий искомой последовательности-мишени. С помощью ПЦР можно амплифицировать и обнаружить всего одну молекулу ДНК на фоне огромного числа молекул геномной ДНК, присутствующих в образце.
ПЦР-продукты можно анализировать несколькими способами. Их можно зафиксировать на твёрдой подложке (фильтре) и гибридизовать с меченными зондами или провести гибридизацию в растворе, а затем гель-электрофорез и радиоавтографию. Амплифицированную нуклеиновую кислоту-мишень можно обнаружить непосредственно в агарозном геле, окрашенном бромистым этидием. Традиционные микробиологические исследования играют большую роль в специфической диагностике туберкулеза. Однако в связи с его недостаточной чувствительностью и длительностью метода посева роль данных методов в диагностике туберкулеза остается ограниченной. В медицинской фтизиатрической диагностической практике молекулярно-генетические методы, в частности ПЦР, применяются с начала 90-х годов прошлого века. Однако этот диагностический тест не удовлетворяет в полной мере диагностов. Он может быть полезен для выявления раннего периода туберкуловыделения из организма больных.
Полимеразная цепная реакция (ПЦР) представляет собой метод для идентификации специфических последовательностей ДНК бактерий. В принципе, метод представляет собой очень привлекательный способ идентификации патогенов, за короткий срок, он может быть легко стандартизирован, имеет высокую чувствительность и способен обнаружить низкие количества ДНК.
Как указывают S.A Strain и соавт. [60], ПЦР очень широко применяется в области вирусологии, но ввиду особенностей биологии микобактерий использование этого метода для диагностики туберкулеза достаточно ограничено – тесты включают в себя скрининг патматериала, проб окружающей среды, в том числе фекалии, истечения из дыхательных путей и т.п.
Учеными проведен значительный объем исследований, направленный на разработку надежных методов обнаружения ДНК микобактерий как в гуманной, так и ветеринарной медицине. Однако на сегодняшний день ни одна из версий этого метода не может в достаточной мере обеспечить диагностику туберкулеза. Так, исследованиями, проведенными в 2008 году показано, что специфичность ПЦР-анализа патологического материала от больного туберкулезом крупного рогатого скота составляет 61-65% по сравнению с обычными патологоанатомическим и культуральным методами. Аналогичный вывод сделан в 2010 г. относительно диагностики туберкулеза у барсуков [60].
Среди основных причин, которые не позволяет реализовать потенциал ПЦР для диагностики туберкулеза можно назвать трудности извлечения ДНК из-за прочной клеточной стенки, а также «проблему выборки» – биологические образцы содержат недостаточное количество возбудителя и ингибиторы, препятствующие проведению эффективной ПЦР [60]. Кроме того, вариант теста, предназначенный для определения очень низких уровней ДНК, требует соблюдения очень строгих лабораторных процедур, чтобы избежать ложных положительных результатов. Для преодоления этой проблемы была разработана система GeneXpert, которая позволяет максимально автоматизировать процессы разрушения бактериальной клетки, выделения нуклеиновых кислот и амплификации внутри одноразового картриджа, а продолжительность анализа составляет 2 часа [60].
В исследованиях мокроты человека Boehme C.C. и соавт. (2010) [58] показано, что чувствительность вышеописанной системы составляет 98,2% против 72,5% эффективности микроскопии мазка.
Возможно, этот тип технологии может использоваться как експресс-метод диагностики бычьего туберкулеза, однако стоимость этого может ограничить широкое их использование.
Для повышения специфичности и чувствительности традиционного ПЦР-анализа А.А. Александров и соавт. (2006) [36] предложили новый способ пробоподготовки, основанный на использовании иммуномагнитной сепарации микобактерий из биологического материала (мокроты). По результатам авторов, чувствительность ПЦР-анализа при использовании этого приема, составила 76,0%, а специфичность – 99,4%.
Возможно, вышеописанный методический поход в постановке ПЦР найдет применение и в ветеринарной практике для подтверждения наличия возбудителя в первую очередь в органах и тканях, где туберкулезный процесс находится на начальных этапах развития. Оценивая ПЦР А.Г. Найманов и соавт [30] делают вывод, что его можно использовать только как дополнительный экспресс-диагностический тест при исследовании патматериала и для идентификации M. bovis.
В целом современных молекулярных инструментов недостаточно для прямого обнаружения M. bovis в биологическом материале, однако сполиготипированиие широко используется для дальнейшей характеристики микобактерий, выделенных с помощью рутинных культуральных методов и их окончательной идентификации.
Значение аллергической диагностической пробы для выявления инфицированных и больных животных
Основным методом прижизненной диагностики является аллергическая кожная проба с помощью ППД-туберкулина для млекопитающих, которая в ветеринарной медицине применяется более ста лет [9]. Этот метод основан на определении повышенной чувствительности замедленного типа к туберкулину, возникшей в результате заражения вирулентными микобактериями туберкулёза. Впервые этот феномен был описан Р. Кохом. Однако первым термин «аллергия» использовал австрийский ученый Пирке в 1907 году, когда предложил диагностический тест-пробу Пирке. Слово «аллергия» происходит от греческого «аллос» – отклонения от первоначального состояния и «ергос» – чувствительность, т. е. измененная чувствительность. Туберкулин впервые был получен Р. Кохом в 1890 году и носил название АТК (Alt-tuberculinum Kochi) и представлял собой фильтрат 6–9-недельной культуры МБТ, выращенных на мясопептонном 5 % глицериновом бульоне, простерилизованном текучим паром в течении 1 часа и сгущенном до 1/10 объема при температуре 90°С. В настоящее время для нужд ветеринарии готовят безальбумозный туберкулин на синтетической среде [12].
Сухой очищенный туберкулин PPD (Puricid protein derivative) в нашей стране был впервые получен в 1939 г. М. А. Линниковой [20].
По месту введения туберкулина его разделяют на внутрикожный подкожный, внутривенный, внутрибрюшинный, глазной и интрапальпебральный диагностические тесты [7; 31; 35].
Для аллергической диагностики туберкулёза применяют сухой очищенный туберкулин для млекопитающих, птиц, а для дифференциальной диагностиики и аллерген (сенситин) из атипичных микобактерий – КАМ.
Очищенный туберкулин для млекопитающих является продуктом аутолиза и водотермического гидролиза микобактерий туберкулёза бычьего вида штамма №8, выделенного в 1934 году от больной туберкулёзом коровы во Всероссийском институте экспериментальной ветеринарии. Выращивание микобактерий туберкулёза проводится на жидкой синтетической среде, в течение 50–55 дней, а концентрирование и очистка препарата проводится с применением трихлоруксусной кислоты, сернокислого аммония.
В 1 мл туберкулина, при концентрации белка 1 мг/мл содержится 50–55 тысяч туберкулиновых единиц, 80–85% белка, 5–8% полисахаридов, 3–6% нуклеиновых кислот и небольшое количество липидов.
Сухой очищенный туберкулин для птиц, изготавливается по типу ППД млекопитающих, но из продуктов аутолиза и воднотермического гидролиза микобактерий птичьего вида штамма № 2282.
КАМ – аллерген из продуктов аутолиза воднотермического гидролиза одного из штаммов атипичных микобактерий. Название КАМ – как «комплекс атипичных микобактерий» является не правомочным, т.к. содержит продукты деструкции одного штамма а не их комплекса. Это название предложено А.Г.Шаровым и применяется только в России.
В качестве растворителя сухих очищенных аллергенов или в стандартном разведении используется физиологический раствор с добавлением 10% глицерина и 0,25% фенола. Наличие фенола и глицерина в растворителе негативно отражается на проявлении офтальмореакций на туберкулин.
Альттуберкулины в настоящее время не изготавливаются из-за содержания в МПКГБ балластныых веществ такие как белки мяса, экстрактивные вещества картофеля, пептона, которые могут вызывать неспецифические реакции у животных, за исключением альттуберкулина для птиц, предназначенного для аллергической диагностики паратуберкулёза.
В некоторых странах вместо МПКГБ для получения альттуберкулинов или точнее безальбумозных нативных туберкулинов выращивание микобактерий туберкулёза проводится на синтетической жидкой среде. Это связано с тем, что в МПКГБ а также низким накоплением бакмассы – до 0,3–0,5% вместо 1,2–1,5% на средах, состоящих из химических известных ингредиентов.
Для диагностики туберкулёза применяли различные методы и реакции, в т.ч. РСК. Антиген для РСК изготавливался из водно-спиртовых экстрактов микобактерий туберкулёза бычьего вида с добавлением в качестве шлеппера водного экстракта из лёгких здорового крупного рогатого скота. Позитивную сыворотку для РСК получали иммунизацией автоклавированной туберкулёзной культурой крупного рогатого скота.
Целесообразно при этом учитывать разную этиологию явления аллергии и аутоиммунитета. Несмотря на то, что деструкция тканей, органов часто имеет место при туберкулёзе, а в сыворотке крови обнаруживаются антитела к ДНК, легочному антигену или из других органов, тканей сосудов, нет пока обоснованных данных о том, что аутоиммуный компонент играет роль в патогенезе туберкулёза и тем более имеет аллергическую природу.
Подобные антитела не отражают аллергического компонента микобактериальной клетки, т.к. они вырабатываются не к бактериальным антигенам органов и тканей, повергшихся разрушению в результате заболевания.
С учетом вышеуказанных позиций, вероятно, неправомочно использовать экстракт из лёгких здорового крупного рогатого скота в качестве дополнительного компонента к антигену для постановки РСК. Помимо РСК и аллергической диагностики туберкулёза животных, птиц широкое применение приобретают методы люминесцентной микроскопии, РДП, РНГАг, реакция повреждения нейтрофилов, агломерации лейкоцитов, бласттрансформации, радио- и иммуноферментные методы и полимеразная цепная реакция (ПЦР).
Установлено, что в результате взаимодействия аллергена с клетками-носителями антител (лимфоциты, макрофаги) часть этих клеток погибает, причем возникает воспаление, характерное для положительной туберкулиновой реакции, которая проявляется на коже в месте введения туберкулина. Патоморфология кожной туберкулиновой реакции в начальной стадии (первые 24 часа) проявляется отёком и экссудацией, а в более поздние сроки (72 часа) – мононуклеарной гистиоцитарной реакцией. Гиперэргические реакции сопровождаются выраженным некрозом, обнаруживаются специфические элементы с эпителиоидными и гигантскими клетками в месте введения аллергена [21].
Интенсивность реакций на туберкулин зависит от количества и вирулентности возбудителя инфекции, чувствительности и реактивности организма. Под влиянием постепенно нарастающих доз, применяемых со значительным промежутком времени, чаще происходят десенсибилизация и снижение туберкулиновой чувствительности, что используется при туберкулинотерапии.
К сожалению, аллергический метод диагностики туберкулеза не всегда позволяет получить адекватный результат из-за влияния большого количества факторов на иммунный ответ к введенному туберкулину. Кроме того, при туберкулезной инфекции зачастую развивается состояние анерги, которое является причиной ложноотрицательных результатов внутрикожной пробы [3; 13; 53].
На несовершенство аллергического метода прижизненной диагностики туберкулеза указывают и медицинские исследователи [24].
Анализируя эффективность разных способов введения туберкулина (подкожный, внутрикожный, глазной, внутривенный и др.), Нуратинов Р.А., 2000, [31] и Зеленская М. (2003) [15] указывают, что среди разнообразных методов диагностики нет ни одного, который бы давал возможность определять этиологический фактор сенсибилизации микобактериями. Некоторые исследователи констатируют, что после туберлинодиагностики в неблагополучном по туберкулезу стаде остается с невыявленной инфекцией до 10% зараженных M. bovis животных.
Так, состояние анергии развивается у крупного рогатого скота с генерализованной формой туберкулёза, истощенных животных [5, 34]. Аллергическая реактивность животных изменяется в зависимости от физиологического состояния организма, сезона года, кормления животных [16; 17; 23].
Чувствительность внутрикожной туберкулиновой пробы по данным некоторых авторов колеблется от 42 до 95 % у разных физиологических групп крупного рогатого скота [49]. Для повышения специфичности внутрикожного теста диагностики туберкулеза рекомендуют добавление к существующим аллергенам рекомбинантного антигена Rv3615c. Это позволяет повысить диагностическую чувствительность теста с сохранением его спeцифичности [52].
Подкожная туберкулиновая проба не нашла практического применения [9] в связи с десенсибилизирующим эффектом.
Глазная проба для истощенного крупного рогатого скота является более достоверной, чем внутрикожная [16]. При проведении диагностического убоя животных, реагирующих на офтальмопробу и кожную пробу достоверно большее количество коров с патологоанатомическими изменениями туберкулёзного характера выявлено в группе животных, преимущественно реагирующих на глазную пробу [1].
До настоящего времени не выработаны общие подходы к учёту результатов диагностической туберкулиновой пробы. Так, N. Plum [57] считает, что при применении очищенного туберкулина диагностически достоверным является утолщение кожной складки более 4 мм, а С. Н. Вишелесский (цит. по Тузовой [39]) – что внутрикожная проба является положительной при наличии характерного тестообразного, резко ограниченного воспалительного процесса в месте введения аллергена, а толщина кожной складки играет второстепенную роль.
При учете кожного теста на туберкулин необходимо учитывать ее трехфазный характер. В первой фазе, длящейся 10–15 часов, развивается неспецифическая воспалительная реакция на раздражительность с экссудацией полиморфонуклеаров. Вторая фаза развивается через 15–20 часов, она является специфической и характеризуется реакцией тканей на повреждение и вовлечение в инфильтрат пролиферирующих местных элементов и клеток, мигрировавших из сосудов. При вялом течении или при нахождении организма в состоянии анергии проводится повторное введение туберкулина.
Существуют противоречивые данные и по поводу диагностической ценности повторного введения туберкулина. Одни авторы [39] утверждают, что однократное введение туберкулина недовыявляет до 67 % больных туберкулёзом, другие авторы [43] указывают, что повторное введение туберкулина выявляет в три раза больше реагирующих животных, третьи [14] – дополнительно до 33,3% реагирующих животных.
В. П. Урбан [43] предлагает при применении двукратной туберкулиновой пробы проводить повторное введение туберкулина через 48 часов, а учёт реакции проводить только через 24 часа, что позволяет выявить дополнительное количество реагирующих животных.
Однако А. Х. Найманов [30] считает, что ППД-туберкулин для млекопитающих – активный аллерген и его необходимо применять однократно в хозяйствах с различной эпизоотической ситуацией.
Неспецифические аллергические реакции условно можно разделить на две группы: парааллергические и псевдоаллергические.
Одной из главных причин возникновения парааллергических реакций является сенсибилизация животных нетуберкулёзными, сапрофитными микобактериями [40]. Многие исследователи причиной псевдоаллергических реакций считают различные инвазии (фасциолез, дикроцелиоз, эхинококкоз), лейкоз, паратуберкулез, грибковые инфекции, белковый перекорм и др. [19; 23; 60].
В наших экспериментальных исследованиях была изучена роль ретровирусной инфекции в формировании псевдоаллергической реакции на ППД-туберкулин для млекопитающих и птиц а также на проявление аллергичесих реакций при заражении овец М. avium.
Для достижения поставленной цели экспериментальные исследования были проведены на 3-х группах овец 5-6 месячного возраста. На первом этапе опыта животные 1-й группы (n=3) были заражены вирусом лейкоза крупного рогатого скота (ВЛКРС) путем введения крови больной лейкозом коровы. На 140-й день опыта (второй этап) овец первой и второй групп (n=4) инфицировали культурой M. avium (по 1 мг бакмассы на кг массы тела подкожно в средней трети шеи). Животные 3-й группы (n=3) оставались контрольными.
Через 30 и 120 дней после заражения лейкозом и 120, 150, 180 и 210 дней после инокуляции микобакетрий животные всех групп подвергались туберкулинизации путем введения внутрикожно по 0,2 мл ППД-туберкулина для млекопитающих (в правое бедро) и ППД-туберкулина для птиц (в левое бедро). Учет результатов реакции проводили через 48 и 72 часа после введения аллергенов.
О динамичном развитии лейкозного процесса свидетельствует тот факт, что на 14-й день после заражения ВЛКРС в цельной сыворотке двух овец первой группы в РИД были выявлены антитела против ВЛКРС, а на 28-й день – у всех животных. В течении 4,5 месяцев титр специфических антител у двух овец достиг 1:8, у одной – 1:4. В этот период исследований инфицирования исследований у животных не выявлено состояния аллергии на внутрикожно введенные аллергены. Полученные данные указывают на отсутствие развития псевдотуберкулиновых реакций при ретровирусной инфекции и опровергают утверждение некоторых исследователей об увеличении числа реагирующего на аллерген крупного рогатого скота в неблагополучных по лейкозу стадах за счет параспецифических реакций у инфицированных ВЛКРС животных.
Уже на 30-й день после инфицирования опытных животных M.аvium с помощью аллергической туберкулиновой пробы у овец первой и второй групп выявлено развитие микобактериального процесса. Так, через 48 часов после введения ППД-туберкулина для птиц у овец первой группы признаки аллергии отсутствовали, а через 72 часа реакция выявлена у двух из трех животных. В то же время у всех овец второй группы состояние аллергии выявлено через 48 часов после введения диагностикума.
В последующие 180 суток опыта овцы изучаемых групп проявляли существенные качественные различия аллергической реакции на оба аллергена (табл. 11).
Таблица 11. Интенсивность (мм) аллергической реакции у овец опытных групп на ППД-туберкулин для птиц
ДДни ппосле введе-ния M.avium | 1-я группа | 2-я группа | ||||||
часов после введения туберкулина | часов после введения туберкулина | |||||||
% реаг. | мин–макс | % реаг. | мин–макс, мм | % реаг. | мин–макс, мм | % реаг. | мин–макс | |
7х7 –14х17 | 100,0 | 6 х 7 –11х12 | 5х8 –20х18 | 100,0 | 5х7 – | |||
5х4 –10х10 | 100,0 | 5х7 – | 4х5 –20х18 | 100,0 | 5х5 –20х25 | |||
33,3 | 4х4 | 66,6 | 3х5 – 4х4 | 75,0 | 8 х 9 –16х13 | 100,0 | 4х5 –11 х 15 | |
66,6 | 5х6 –8х10 | 33,3 | 6х6
| 75,0
| 6х10 – | 25,0 | 5х5
|
Данные таблицы свидетельствуют о более низком иммунном ответе у овец первой группы на ППД-туберкулин для птиц.
Аналогичная закономерность имела место в показателях аллергической реакции на внутрикожное введение ППД-туберкулина для млекопитающих, однако интенсивность реакции на этот аллерген была менее выражена, чем на ППД-туберкулин для птиц: у овец первой группы не превышала 4х5 мм, а второй – 10х6 мм. На основании полученных результатов можно сделать вывод, что ретровирусный инфекционный процесс обуславливает замедление проявления реакции на ППД-туберкулин для птицы на 24 часа у овец на начальных этапах микобактериоза, вызванного М. avium.
Ряд авторов также указывает на возможное влияние на реактивность животных к туберкулину антибиотикотерапии, вакцинаций, ко-инфекций (вирусных, бактериальных и паразитарных заболевание). К маскирующим инфекциям можно отнести микобактериозы, вызываемые микобактериями, относящихся к комплексу avium-intracellulare, в том числе М. avium paratuberculosis [40; 59].
В связи с этим проводятся исследования по установлению влияния на чувствительность или ареактивность, десенсибилизацию животных к туберкулину при иммунизации формолвакцинами, после приема ряда антигельминтных препаратов, скармливание мочевины, карбамида и состояние чувствительности при фасциолезе, мастите и некробактериозе у коров, а у свиней, больных липтоспирозом, пастереллезом и с синдромом гипогликемии, а также влияние учащенной туберкулинизации.
При этом установлена ареактивность к туберкулину у коров, больных некробактериозом с разной степенью патологии. При проведении трехкратной двойной внутрикожной и глазной туберкулинизации с туберкулином ППД для млекопитающих и птиц, КАМ, ни у одного животного увеличение кожной складки на 3 мм и более не отмечалось (рис. 23).
Рис. 23. Симультанная аллергическая проба с использованием ППД туберкулина и КАМ
Совпадение реакций на аллергены не наблюдается, обычно они нестабильные и в последующих исследованиях выпадают. Офтальмопроба во всех случаях не проявляется.
Аналогичная ареактивность на туберкулин установлена у крупного рогатого скота при мастите и фасциолезе, и у свиней, больных лептоспирозом, пастереллезом с синдромом гипогликемии.
При изучении влияния формолвакцины против ящура и паратифа у реагирующего крупного рогатого скота со средним увеличением кожной складки на введение туберкулина 9–12 мм установлено снижение чувствительности на 50–60%, а при реакции в 3–6 мм на 70–90%, которое сохранялось свыше 30–35 дней.
Добавление в корм крупному рогатому скоту мочевины в дозе 30–50 г. на голову в течение 10–15 дней не вызывало повышение чувствительности к туберкулину на двухкратное его внутрикожное введение. При этом у животных отмечено увеличение специфических белков глобулиновой фракции в сыворотке крови. Следовательно, использование мочевины для сбалансирования рациона не только по общему количеству протеина, но и по аминокислотам, не вызывает аллергизации организма животных к туберкулину.
Дата добавления: 2015-10-21; просмотров: 14 | Нарушение авторских прав
| <== предыдущая лекция | | | следующая лекция ==> |