ионам кадмия вовлечены разнообразные ферменты. Некоторые из ферментов
E2 способны образовывать между собой гетеродимеры, которые, вероятно, в
сочетании с различными белками E3 обеспечивают весь большой репертуар
субстратных специфичностей убиквитин-конъюгирующих комплексов.
Рис. I.41. Этапы функционирования убиквитинзависимой системы
протеолиза
Е1–Е3 – ферменты, активирующие убиквитин с функционально-активными
SH-группами, PPi – неорганический пирофосфат
Структура и функционирование протеасомы. Белки, меченные
цепями убиквитина, после взаимодействия с протеасомами расщепляются до
коротких пептидов и свободных аминокислот в результате ATP-зависимой
реакции. У эукариот протеасомы присутствуют в цитозоле и ядрах, но не в
других клеточных органеллах. Протеасомы выделяют в виде индивидуальных
частиц с коэффициентами седиментации 20S и 26S. 20S частица является
коровой частью 26S частицы, которая обладает протеолитической активностью.
Коровая частица представляет собой белковый комплекс в виде цилиндра,
через центральный канал которого "протягивается" молекула гидролизуемого
белка. В настоящее время в качестве модельного объекта часто используют
протеасомы архебактерии Thermoplasma, которые были закристаллизованы и
исследованы с помощью рентгеноструктурного анализа.
Установлено, что протеасома Thermoplasma построена из двух (α и β)
субъединиц. Кольцевые структуры на обоих концах цилиндра протеасомы
составлены из α-, а центральная часть – из β-субъединиц в отношении α7β7β7α7
(рис. I.42). Протеолитическая активность присуща β-субъединицам, причем их
активные центры направлены внутрь полости цилиндра протеасомы. Кроме
__________того, кольца α-субъединицы по обоим концам молекулы образуют узкие
отверстия диаметром ∼13 Å, через которые может пройти только развернутая
цепь полипептида. Это механистически объясняет, каким образом протеасома
избирательно расщепляет полипептидные цепи белков, меченные
убиквитином. Прежде чем войти в контакт с активными центрами протеиназ,
полипептидная цепь деградируемого белка должна быть развернута. Пептиды
и аминокислоты, образующиеся в центральной части цилиндра протеасомы,
покидают ее через переднее или заднее отверстия, сформированные α-
субъединицами. Протеасомы Thermoplasma лишены специфичности в
отношении деградируемых белков, и их функционирование требует наличия в
N-концевой части β-полипептидов остатка Thr. Интересно, что остатки Thr
эукариотических β-субъединиц являются мишенью для антибиотика
лактацистина из Streptomyces, который ковалентно связывается с этими
остатками, необратимо инактивируя протеасомы.
Рис. I.42. Гипотетическая схема функционирования протеасомы
убиквитинзависимой системы протеолиза
Молекулы убиквитина присоединяются к деградируемой полипептидной
цепи (1,2) и конъюгат далее взаимодействует с 26S протеасомой (3). Узкий
цилиндр изображает кόровую 20S субчастицу протеасомы, обладающую
протеолитической активностью. Полипептидная цепь, разворачиваясь,
входит в центральную полость 20S субчастицы, где последовательно
подвергается протеолизу (4, 5). При этом цепи убиквитина отделяются от
деградируемого белка
Локализация активных центров β-субъединиц внутри протеасомы
затрудняет неконтролируемую деградацию окружающих белков. Отдельные
субъединицы до включения их в состав зрелых протеасом синтезируются в
виде неактивных предшественников, что предотвращает их преждевременное
протеолитическое действие и является общим принципом биосинтеза
протеолитических ферментов. Подобно тому как ферменты лизосом
активируются только после их перемещения в соответствующий компартмент
клетки, процессинг β-предшественников сопряжен с их включением в состав
протеасом. Сборка протеасом начинается с образования гептамерных α-
субчастиц (α7), которые стимулируют аутокаталитическое удаление
пропоследовательности предшественника β-субъединиц, что приводит к их
упорядоченной самосборке с образованием гептамерных β-субчастиц (β7),
состыкованных с α-субчастицами. Две предварительно собранные половины
протеасомы (α7β7) далее ассоциируют друг с другом с образованием активных
20S протеасом. Очищенные 20S протеасомы эффективно расщепляют
небольшие пептиды, но не способны гидролизовать интактные белки.
Распознавание конъюгатов убиквитина и разворачивание белковой глобулы
происходят с участием ∼16 белков, ассоциированных с 20S протеасомой и
образующих 26S комплекс. Эти белки способны объединяться в отдельные
комплексы, получившие название 19S-кэп-структур. 19S-комплексы
ассоциируют друг с другом в присутствии ATP и с 20S протеасомами in vitro,
присоединяясь к концам цилиндра.
Протеасомы обеспечивают не только полную деградацию полипептидов,
но и участвуют в процессинге предшественников с образованием зрелых,
активных белков. В частности, процессинг субъединицы p50 транскрипционного
фактора NF-κB животных, сопровождающийся отщеплением и деградацией С-
концевой части полипептида, происходит с помощью 26S протеасом.
Процессинг антигенов. В настоящее время сформировалось мнение о
том, что протеасомы клеток животных участвуют в процессинге антигенов,
представляемых молекулами первого класса главного комплекса
гистосовместимости (MHC). Из семи β-субъединиц протеасом человека лишь
три обладают протеолитической активностью. Эндогенный антивирусный агент
γ-интерферон селективно стимулирует синтез неактивных β-субъединиц,
одновременно подавляя образование активных. Две из этих стимулируемых
субъединиц, названные LMP2 и LMP7, кодируются генами MHC. До конца не
ясно, какой биологический смысл имеет замещение почти всех активных
субъединиц на неактивные, однако предполагается, что такое явление может
иметь отношение к процессингу антигенов, представляемых для распознавания
молекулами MHC. Действительно, для мышей с дефектными LMP2 или LMP7
характерно нарушение презентации некоторых антигенов. По-видимому,
пептиды, образующиеся в таких реконструированных протеасомах, по
размерам или составу аминокислотных последовательностей соответствуют
тому стандарту, который требуется для эффективного действия антигенных
детерминант во время иммунного ответа.
3.6.4. Сплайсинг белков
Феномен сплайсинга белков, обнаруженный в 1990 г. в группой
Т.Стивенса, пошатнул еще один постулат молекулярной биологии, в
соответствии с которым последовательности нуклеотидов зрелых мРНК всегда
колинеарны аминокислотным последовательностям кодируемых ими
полипептидов. Во время сплайсинга белков удаление избыточной генетической
информации из макромолекул происходит не на уровне пре-мРНК, как это
имеет место во время обычного сплайсинга, а на уровне синтезированного
полипептида путем вырезания из его внутренней части короткой
аминокислотной последовательности. Именно данный механизм отличает
сплайсинг белков от повсеместно распространенного процессинга
предшественников полипептидов, который, как известно, сопровождается
только протеолитическим расщеплением полипептида-предшественника с
образованием более коротких белков без изменения их внутренней первичной
структуры.
Открытие сплайсинга белков было сделано при исследовании экспрессии
гена VMA1 дрожжей S. cerevisiae, известного также под названием TFP1,
который __________кодирует субъединицу ATPазы вакуолей с молекулярной массой 119
кДа (рис. I.43,а). При исследовании гомологии данного гена с генами других
ATPаз микроорганизмов было установлено, что все они кодируют более
короткие полипептиды с молекулярными массами ∼70 кДа, и их гомология с
геном дрожжей распространяется только на концевые последовательности
нуклеотидов, резко нарушаясь в центральной части гена. Более того,
использование инсерционного мутагенеза (генного нокаута) (см. раздел 9.1.3)
для инактивации этого гена приводило к прекращению синтеза в клетках
дрожжей полипептида с молекулярной массой 69, а не 119 кДа. Механизм
такого явления прояснился после постановки двух контрольных экспериментов.
В первом из них введение мутаций со сдвигом рамки считывания в сегмент гена
VMA1, который кодировал центральную часть полипептида, отсутствующую в
зрелом белке, приводило к прекращению синтеза всего белка рибосомами из-
за возникновения новых терминирующих кодонов в этой рамке считывания
мРНК. Подобное бы не происходило, если бы центральная часть пре-мРНК
гена VMA1 удалялась в результате сплайсинга. Во втором эксперименте
исследование экстрактов клеток дрожжей с помощью антител к центральной
части полипептида, отсутствующего в зрелой субъединице, обнаружило
белковый продукт с предсказанной молекулярной массой 50 кДа. Он
присутствовал в соотношении 1:1 к функционально активному полипептиду с
молекулярной массой 69 кДа. Это указывало на то, что последовательности
РНК центральной части гена транслируются рибосомами и соответствующая
часть полипептида-предшественника удаляется посттрансляционно.
Дальнейшие исследования данного явления полностью подтвердили
предположение о том, что внутренняя аминокислотная последовательность из
предшественника с молекулярной массой 119 кДа отщепляется в результате
сплайсинга на уровне его полипептидной цепи (см. рис. I.43,а). Внутренняя
часть полипептида, удаляемая в результате белкового сплайсинга, получила
название интеина, а наружные N- и C-концевые части – экстеинов. Позднее
белки, изменяемые посттрансляционно в результате белкового сплайсинга,
были обнаружены у многих микроорганизмов (см. рис. I.43,б). Во всех случаях
аминокислотные последовательности интеинов фланкированы короткими
консервативными последовательностями. На основании особенностей
первичной структуры интеинов и экстеинов разработаны алгоритмы поиска
белков, подвергаемых сплайсингу посттрансляционно, в соответствующих
базах данных. С использованием этого алгоритма, в частности обнаружена
последовательность интеина в продукте гена dnaB хлоропластов красной
водоросли Porphira porphira.
Для объяснения механизма белкового сплайсинга предложено несколько
моделей. Одна из них, разработанная группой Ф. Перлера и включившая в себя
многие черты ранних моделей, представлена на рис. I.44. В соответствии с этой
моделью белковый сплайсинг является аутокаталитическим процессом и для
своего осуществления не требует других кофакторов в дополнение к самому
полипептиду-предшественнику. Событием, запускающим белковый сплайсинг,
может быть: а) нуклеофильная атака OH-группой консервативного остатка Ser,
расположенного в C-концевом сайте сплайсинга, по карбонильной группе
пептидной связи, расположенной в N-концевом сайте сплайсинга, или же: б) N–
O-сдвиг в N-концевом сайте сплайсинга с последующей атакой OH-группой C-
концевого сайта и переэтерификацией. В результате функционирования обоих
механизмов образуется разветвленное промежуточное соединение, которое
при участии остатка Asn распадается на интеин-сукцинимид и экстеины,
связанные друг с другом сложноэфирной связью. Эта связь преобразуется в
пептидную в результате N–O-сдвига.
Рис. I.43. Сплайсинг белка гена TFP1 S. cerevisiae (а) и перечень генов,
белки которых подвергаются сплайсингу на уровне полипептидных
цепей (б)
Стрелки указывают места разрыва полипептидной цепи белка-
предшественника TFP1. Консервативные последовательности 10
известных интеинов в окрестностях сайтов сплайсинга изображены с
использованием однобуквенного кода
Генетическая мобильность последовательностей интеинов в ДНК
является одной из самых больших неожиданностей, обнаруженных после их
открытия. Оказалось, что полипептидная цепь интеина обладает
эндонуклеазной активностью, которая обеспечивает транспозиции
последовательностей интеинов в геноме. Аналогичный процесс, ранее
получивший название "хоуминга интронов", описан у интронов группы I. В
результате хоуминга происходит однонаправленный перенос копии
последовательности ДНК интрона (или интеина) из гена, содержащего эту
последовательность, к аллельному гену, не содержащему ее. Данная цепь
реакций инициируется эндонуклеазным разрывом обеих цепей ДНК в
аллельном безинтеиновом гене, образующемся под действием эндонуклеазы
интеина. Далее с использованием последовательности ДНК интеина в качестве
донора информации происходит репарация двухцепочечного разрыва, которая
сопровождается конверсией гена с включением в его состав
последовательности интеина. Это указывает на большое сходство механизмов
хоуминга интронов группы I и интеинов.
Рис. I.44. Предполагаемый механизм сплайсинга белков
а, б – альтернативные механизмы инициации сплайсинга, N, C – N- и C-
концевые экстеины белков-предшественников
Сплайсинг белков является сложной задачей для исследования in vitro.
Процесс вырезания последовательности интеина происходит настолько
быстро, что не удается обнаружить промежуточные соединения. Проблему
удалось решить методами генной инженерии, вставив последовательность ДНК
интеина из гена ДНК-полимеразы термофильной бактерии Pyrococcus в одну
рамку считывания между геном белка, связывающего мальтозу, и частью гена
парамиозина Dirofilaria immitis. Образующийся химерный белок не претерпевал
сплайсинга при 12–20ｰ, но при 37–65ｰ сплайсинг индуцировался. Именно с
помощью этого подхода удалось обнаружить разветвленные промежуточные
соединения, образующиеся при сплайсинге белков. Кроме того, такой подход
может стать продуктивным для биотехнологии, так как он позволяет
нарабатывать токсические для клетки белки в виде химерных
предшественников при низких температурах, которые затем простым
повышением температуры быстро превращаются в полезные белковые
продукты.
3.6.5. Другие посттрансляционные модификации белков
Многие белки и секретируемые пептиды претерпевают различные
структурные изменения в результате котрансляционных и посттрансляционных
модификаций, т.е. во время или после завершения их синтеза рибосомами.
Подобные модификации существенно влияют на функциональную активность
белков и пептидов, значительно расширяя возможности экспрессии генов,
кодирующих эти молекулы, и их кодирующий потенциал. Одна из таких
модификаций, а именно фосфорилирование факторов транскрипции
протеинкиназами, рассмотрена выше. Кроме того, посттрансляционные
модификации включают в себя гликозилирование остатков Asn в
последовательностях Asn-X-[SerThr], N-концевое ацилирование, циклизацию N-
концевого остатка Glu с образованием пироглутаминовой кислоты, C-концевое
амидирование последовательностей освобождающихся пептидов,
гидроксилирование остатков Lys и Pro, метилирование различных остатков
аминокислот. Многие из перечисленных модификаций являются критическими
для биологической активности пептидов. В частности, карбоксиамидирование
C-концевого Gly активирует окситоцин и вазопрессин, а перенос сульфогруппы
на остаток Tyr в холецистокинине-8 оказывается критическим для проявления
его активности в поджелудочной железе. N-Ацетилирование β-эндорфина
блокирует его опиоидную активность, тогда как ацетилирование
меланоцитстимулирующего гормона усиливает его влияние на синтез
меланинов. Поскольку большинство этих модификаций – тканеспецифические,
пептиды, обладающие различной биологической активностью, должны быть
доставлены к различным тканям в виде предшественников, где они
претерпевают специфический процессинг.
Среди ковалентных посттрансляционных модификаций пептидов,
синтезируемых рибосомами, занимает особое место эпимеризация L-
аминокислотных остатков с образованием D -энантиомеров, присутствие
которых оказывает принципиальное влияние на биологическую активность
пептидов. Известно, что только L -стереоизомеры аминокислот участвуют в
синтезе белка рибосомами. В природных белках D -аминокислоты
обнаруживаются редко, как правило, в составе антибиотиков пептидной
природы, которые синтезируются ферментативными комплексами
микроорганизмов без привлечения рибосом. Другим источником D-аминокислот
в белках может быть спонтанная рацемизация их L -стереоизомеров в составе
полипептидных цепей в результате старения. Недавно обнаружено, что у ряда
природных пептидов, обладающих биологической активностью, D -
аминокислоты образуются во время посттрансляционных модификаций. В
частности, это явление характерно для опиоидных пептидов, секретируемых
кожей некоторых амфибий. Структура наиболее известных из таких пептидов –
дерморфина и дермэнкефалина представлена на рис. I.45, а. Активность этих
пептидов как анальгетиков, по крайней мере, в 1000 раз превышает
соответствующую активность морфина, и для ее проявления необходимо
обязательное присутствие D-аминокислот в указанных положениях молекул.
Дерморфиноподобные молекулы с теми же особенностями структуры были
обнаружены в мозге крыс, а у амфибий найдена серия новых гексапептидов,
делторфинов (Tyr-D-Ala-X-Val-Val-Gly, где X = Asp или Glu), которые являются
агонистами δ-опиоидных рецепторов и для активности которых также
необходимы D-аминокислоты. К пептидам той же природы относятся
полициклические пептидные антибиотики грамположительных бактерий, в
частности низин, субтилин и эпидермин, а также некоторые нейропептиды
высших беспозвоночных. Механизм образования D -аминокислот в составе
пептидов до конца не понятен, однако предполагается, что имеют место
ферментативные реакции, в результате которых происходят последовательные
дегидрогенизация __________и гидрогенизация L -изомеров аминокислот (см. рис. I.45,б).
Поскольку в последнее время появились высокочувствительные аналитические
методы, позволяющие обнаруживать следовые количества D -аминокислот в
природных белках, можно предполагать скорое подтверждение гипотезы о том,
что эта группа явлений имеет гораздо большее биологическое значение, чем ей
сегодня отводится в системе биохимических превращений макромолекул.
Рис. I.45. Схема строения предшественника дермэнкефалина и
дерморфина, а также их посттрансляционных модификаций с
предполагаемым механизмом реакций
а – посттрансляционные модификации предшественника. Показано, что
вслед за сигнальным пептидом в предшественнике располагаются пять
высокогомологичных аминокислотных последовательностей, первая из
которых является предшественником дермэнкефалина, а четыре других –
дерморфина. Цифры обозначают положение аминокислотных остатков,
приведенных ниже в однобуквенном коде; б – предполагаемый механизм
реакции эпимеризации L-аминокислот в составе пептидов
Много этапов различных преобразований информационных
макромолекул и белков отделяют генетическую информацию, заключенную в
конкретных генах, от ее реализации в соответствующих фенотипических
признаках клетки и организма, располагающих этой информацией. Такая
реализация требует точной координации в функционировании многих
генетических систем организма на всех основных уровнях экспрессии генов.
Многоступенчатый и сложный характер регуляции функционирования генов,
особенно у высших организмов, накладывает большие ограничения на
возможности получения полноценной экспрессии рекомбинантных генов в
гетерологичных системах. Тем не менее, расширение знаний об этих
механизмах приближает момент, когда появится возможность
целенаправленно изменять или корректировать работу отдельных генов
организма, осуществлять наработку их полноценных белковых продуктов в
искусственных генетических системах. О некоторых экспериментальных
подходах к решению таких задач методами генной инженерии пойдет речь во
второй части книги.
ГЛАВА 4. ВОСПРОИЗВЕДЕНИЕ ГЕНЕТИЧЕСКОЙ ИНФОРМАЦИИ
Для того чтобы дочерние клетки по своей структуре и функциям были
точной копией родительских клеток-предшественников__________, они должны получить от
родительских клеток полный набор генетической информации в виде геномной
ДНК, организованной в хромосомы, и внехромосомных генетических элементов
(плазмид, митохондриальной и хлоропластной ДНК и т.п.). В связи с этим перед
родительскими клетками встает задача создания точной копии генома и ее
правильной передачи дочерним клеткам. Создание такой копии геномной ДНК в
родительских клетках становится возможным благодаря наличию в них
специальных ферментных систем, осуществляющих удвоение молекул ДНК. В
результате реализации последовательности ферментативных реакций на
матрице родительских ДНК происходит биосинтез дочерних молекул ДНК,
которые являются точной копией исходных молекул. Этот процесс удвоения
родительских молекул геномной ДНК во время воспроизводства клеток живого
организма получил название репликации, или репликативного синтеза ДНК.
4.1. Репликация ДНК
Репликация ДНК происходит в соответствии с правилами Уотсона–Крика
и наряду с биосинтезом РНК и белков является еще одним примером
матричного синтеза биологических макромолекул. Во время репликации каждая
из цепей родительской ДНК служит матрицей для синтеза комплементарной
дочерней цепи. ДНК-зависимые ДНК-полимеразы осуществляют
сополимеризацию низкомолекулярных предшественников ДНК –
дезоксирибонуклеозидтрифосфатов (dATP, dGTP, dСTP и dTTP). Положение
каждого последующего нуклеотида в строящейся цепи ДНК по правилам
комплементарности однозначно определяется положением соответствующего
нуклеотида матрицы.
При полимеризации дезоксирибонуклеозидтрифосфатов происходит
освобождение молекул пирофосфата, который затем расщепляется
неорганической пирофосфатазой, что делает реакцию полимеризации
практически необратимой. Необходимо иметь в виду, что полимеризация
нуклеотидов в процессе репликации происходит только в одном направлении:
от 5’-конца к 3’-концу строящейся цепи, и синтезированная молекула ДНК
антипараллельна по отношению к ДНК-матрице. Репликация ДНК
осуществляется по полуконсервативному механизму. Это означает, что одна
из цепей дочерних молекул ДНК является частью родительской молекулы ДНК,
а другая является вновь синтезированной.
Как __________и в случае биосинтеза других макромолекул клетки, процесс
репликации условно разделяют на три основных этапа: инициацию, элонгацию
и терминацию. Чтобы молекулы ДНК-полимераз могли начать синтез ДНК, им
необходима затравка (праймер) – короткий олигодезоксирибонуклеотид или
олигорибонуклеотид, комплементарный соответствующему участку ДНК-
матрицы, у которого на конце имеется свободная 3’-ОН-группа. Неспособность
молекул ДНК-полимераз самостоятельно без затравки начинать синтез ДНК
принципиально отличает эти ферменты от других ферментов матричного
синтеза – РНК-полимераз.
В соответствии с моделью Жакоба и соавторов (1963 г.) репликоном
называют молекулу ДНК, способную к автономной репликации. Репликон
содержит все необходимые гены и регуляторные последовательности, которые
обеспечивают регулируемое удвоение его ДНК. Участок репликона, в котором
начинается репликация, получил название репликатора или области начала
репликации (replication origin) (у E. coli – oriC). При инициации репликации
инициатор, кодируемый репликоном (у E. coli – белок DnaA), взаимодействует
с репликатором.
4.1.1. Белки, участвующие в репликации ДНК
Процесс репликации ДНК осуществляется с участием множества белков,
которые образуют сложный и эффективно работающий репликативный
комплекс. В табл. I.16 представлены основные белки и ферменты, входящие в
состав репликативного комплекса прокариотических и эукариотических
организмов, и указаны их основные функции.
Таблица I.16
Белки, входящие в состав репликативных комплексов прокариотических
и эукариотических организмов
Белки в организмах
E. coli Фаг Т4 Вирус SV40 /
человек
Функции компонентов комплексов
DnaB Белок 41 T-антиген ДНК-хеликаза, стимулирует
образование затравок на
одноцепочечной ДНК
DnaC Белок 59 ｻ Обеспечивает взаимодействие
хеликазы и праймазы с ДНК,
находящейся в комплексе с SSB-
белком
SSB Белок 32 RPA Белок, связывающийся с одно-
цепочечной ДНК, стимулирует
ДНК-полимеразы, облегчает
вхождение хеликазы в
репликативный комплекс
γ-Комплекс
(γδδ‘χψ)
Белок
44/62
RFC ДНК-зависимая АТРаза,
обеспечивает связывание затравки
с матрицей, стимулирует ДНК-
полимеразу
τ- Белок Белок 43
(?)
Обеспечивает сборку и
димеризацию холофермента ДНК-
полимеразы, необходим для
образования инициационного
комплекса
Таблица I.16 (окончание)
Белки в организмах
E. coli Фаг Т4 Вирус SV40 /
человек
Функции компонентов комплексов
β (β*)-Белок Белок 45
(?)
PCNA (?) Стимулирует ДНК-полимеразу и
ДНК-зависимую АТРазу,
выполняет функцию "скользящего
зажима", обеспечивающего
процессивность репликации
Pol III (αθε),
минимальный
фермент
Белок 43 Pol δ ДНК-полимераза, 3’→5’-
экзонуклеаза; α-
субъединица Pol III катализирует
полимеризацию, а ε-субъединица
– является корректирующей
экзонуклеазой
− − Pol ε
− − Pol γ ДНК-полимераза, осуществляет
репликацию ДНК митохондрий,
кодируется ядерным геном
DnaG Белок 61 Праймаза,
(Pol α)
Праймаза, синтез РНК-затравок
Лигаза Т4-лигаза Лигаза I Лигирование фрагментов ДНК
Pol I Белок 43 FEN-1 или
MF-1
Экзонуклеаза, удаляет РНК-
затравки
РНКаза Н РНКаза Н РНКаза Н1 Нуклеаза, удаляет РНК-затравки
В табл. I.16 включены белки наиболее хорошо изученных систем
репликации: E. coli и ее бактериофага Т4, а также вируса SV40,
размножающегося в культивируемых клетках человека (использованы
общепринятые сокращения). При рассмотрении таблицы видно, что основные
компоненты системы репликации ДНК в филогенезе функционально
консервативны, и любой белковый компонент системы прокариот имеет свой
прототип в системе репликации ДНК млекопитающих. Принимая во внимание
только этот факт, можно ожидать наличие значительного сходства в
механизмах репликации ДНК прокариотических и эукариотических организмов.
Более удивительным представляется то, что у белков разных организмов,
выполняющих одинаковые функции, в большинстве случаев отсутствует
гомология в аминокислотных последовательностях. В частности, не
обнаружено сходства у белка SSB (single-stranded DNA binding protein) E. coli,
белкового продукта гена 32 фага Т4 и белка RPA (replication protein A)
репликативной системы человека. То же самое характерно и для β-
субъединицы ДНК-полимеразы III (Pol III) E. coli (β-белок), белка 45 фага Т4 и
белка PCNA (proliferating cell nuclear antigen) человека. Это указывает на
возможность выполнения одних и тех же функций полипептидными цепями с
разными аминокислотными последовательностями, а также на вероятное
конвергентное эволюционное происхождение таких белков и их функций из
разных неродственных белков-предшественников.
4.1.2. Репликативная вилка E. coli и бактериофага T4
Во время редупликации ДНК ее дочерние синтезирующиеся цепи
Дата добавления: 2015-08-29; просмотров: 16 | Нарушение авторских прав
| <== предыдущая лекция | | | следующая лекция ==> |