функционирования двух репликативных вилок, движущихся в противоположные
стороны. В бесклеточной системе при низких концентрациях праймазы
репликация становится однонаправленной и может инициироваться не на oriC.
В праймирующем комплексе присутствие белка DnaA больше не требуется, и
он после освобождения из комплекса может быть повторно использован для
инициации репликации на другом oriC. Полагают, что во время
координированной сборки двух репликативных вилок в одной из них
синтезируется праймер, который становится затравкой при синтезе ведущей
цепи другой репликативной вилкой, движущейся в противоположном
направлении. Праймаза в праймирующем комплексе функционирует по
дистрибутивному механизму. После синтеза праймеров она покидает
репликативную вилку и заменяется новой молекулой праймазы во время
образования очередного фрагмента Оказаки.
При образовании реплисомы в каждой репликативной вилке происходит
ATP-зависимое формирование димерного комплекса холофермента ДНК-
полимеразы III, связанного с 3'-концами праймеров (скользящий зажим, см.
выше). Вслед за этим происходит координированная элонгация праймеров,
сопровождаемая двунаправленным синтезом ведущих и отстающих цепей ДНК.
В бесклеточной системе точки начала синтеза ведущих цепей локализованы в
oriC вблизи DnaA-боксов R2, R3 и R4.
Механизмы контроля инициации репликации in vivo. Инициация
репликации ДНК у E. coli регулируется, по крайней мере, на трех уровнях: 1)
инициация синхронизирована с клеточным циклом; 2) синтез ДНК в каждой
области начала репликации в клеточном цикле инициируется только один раз;
3) инициация происходит синхронно во всех областях начала репликации,
присутствующих в данной бактериальной клетке. Установлено, что синтез ДНК
начинается после того, как масса бактериальной клетки в расчете на одну
область начала репликации достигает определенного значения, названного
массой инициации (initiation mass). В качестве основного водителя ритма
(пейсмекера), играющего ключевую роль в контроле инициации репликации, в
настоящее время рассматривается белок DnaA.
Подавление синтеза белка in vivo сопровождается __________завершением уже
инициированного синтеза ДНК на фоне прекращения новых раундов
инициации. Возобновление синтеза белка приводит к инициации репликации
после лаг-периода в одну клеточную генерацию. При наличии всех
необходимых белков инициация чувствительна к рифампину – специфическому
ингибитору бактериальной РНК-полимеразы, что указывает на зависимость
инициации от синтеза нетранслируемой РНК.
Роль топологии oriC в инициации репликации. Топоизомераза I и
топоизомераза II (ДНК-гираза) поддерживают бактериальную хромосому в
негативно суперскрученном состоянии. Приблизительно половина супервитков
нейтрализуется гистоноподобными белками HU, IHF и FIS, тогда как
остающаяся сверхспирализация бактериальной хромосомы облегчает
транскрипцию, репликацию и сайт-специфическую рекомбинацию.
Предполагается, что бактериальная хромосома состоит из 40–50
суперскрученных доменов с ∼25 супервитками на 1 т.п.о. ДНК. В настоящее
время отсутствуют точные данные о топологическом состоянии oriC,
необходимом для инициации репликации у E. coli. Известно, что мутации в гене
топоизомеразы topA супрессируют температурно-чувствительные мутации
dnaA(Ts). Предполагается, что в этих мутантных штаммах топология oriC
изменена таким образом, что допускает инициацию репликации при меньших
внутриклеточных концентрациях белка DnaA. Кроме того, на важность
определенного топологического состояния oriC для инициации указывает факт
нарушения инициации у мутантных бактерий с измененным геном gyrB(Ts),
кодирующим B-субъединицу ДНК-гиразы.
Активация репликации транскрипцией. В том случае, если
сверхспирализация минихромосом или плазмид, содержащих oriC,
недостаточна для инициации их репликации, инициация может происходить при
одновременной транскрипции ДНК в окрестностях oriC. Изменение топологии
oriC в этом случае может осуществляться за счет образования R-петель (ДНК–
РНК-гибрида в двухцепочечной ДНК) или вследствие транскрипции, как
таковой, при которой перед транскрибирующей РНК-полимеразой имеет место
локальная положительная сверхспирализация ДНК, а вслед за ней –
отрицательная. Это облегчает образование открытых комплексов при
инициации синтеза ДНК.
Роль белка DnaA в регуляции инициации репликации. ~60 минут
необходимо бактерии для репликации хромосомной ДНК, разделения дочерних
хромосом и подготовки к новому делению. Следовательно, клетки со временем
генерации короче этого периода (например при повышенных температурах на
богатых питательных средах) должны инициировать репликацию хромосом,
предназначенных для последующих делений, до завершения предыдущего
раунда репликации. Таким образом, в отдельной клетке может содержаться
реплицирующаяся хромосома со множественными точками начала репликации.
При этом инициация репликации на множественных областях начала
репликации происходит одновременно.
Сверхпродукция DnaA в бактериях приводит к резкому возрастанию
частоты инициаций репликации без изменения общей скорости синтеза ДНК,
что указывает на DnaA как на позитивный регулятор этого процесса. Среди
моделей, объясняющих механизм регуляторного действия белка DnaA
наибольшее распространение получила модель титрования DnaA. В
соответствии с этой моделью весь вновь синтезируемый белок DnaA
связывается (титруется) DnaA-боксами oriC хромосомы. Как только количество
молекул инициатора превышает число внутриклеточных DnaA-боксов (все
DnaA-боксы оказываются занятыми белком), происходит инициация синтеза
ДНК. После запуска инициации на одном oriC наблюдается освобождение
молекул DnaA, резкое повышение его внутриклеточной концентрации и
синхронная инициация синтеза ДНК на других доступных областях начала
репликации. При этом ассоциация с мембранами первой oriC защищает ее от
использования в реинициации.
Роль Dam-метилирования в инициации синтеза ДНК. Как уже
упоминалось выше, Dam-метилтрансфераза E. coli модифицирует остатки
аденина в последовательностях 5'-GATC. В результате репликации молекула
ДНК временно превращается из полностью метилированной молекулы в
метилированную по одной цепи, что позволяет клетке распознавать вновь
синтезированную ДНК. Расположение кластеров Dam-сайтов в oriC
энтеробактерий высококонсервативно (см. рис. I.47, а). Неметилированная или
наполовину метилированная плазмидная ДНК в клетках dam-мутантов не
реплицируется, хотя и служит субстратом в бесклеточной системе репликации.
Репликация хромосомной ДНК у dam-мутантов начинается на oriC, однако
контроль репликации нарушен, что проявляется в асинхронности репликации на
множественных oriC. Оказалось, что лишь наполовину метилированная, но не
полностью метилированная или неметилированная oriC- ДНК специфически
связывается с фракцией мембран E. coli in vitro. При этом в быстро растущих
клетках ∼1/3 времени генерации oriC- ДНК находится в наполовину
метилированном состоянии, после чего полностью метилируется. То же самое
характерно и для промотора гена инициатора DnaA, у которого метилированное
наполовину состояние связано с подавлением транскрипции гена. В отличие от
этого реметилирование вновь синтезированной цепи ДНК остальной части
бактериальной хромосомы происходит быстро – в течение 1–2 мин. На
основании такого рода данных высказывается предположение, что в не
полностью метилированном состоянии вышеупомянутые последовательности
экранированы бактериальными мембранами от контактов с регуляторными
белками и не могут участвовать в повторном раунде инициации репликации
(период эклипса). Мутации в гене seqA резко уменьшают время эклипса, что
проявляется в асинхронности инициаций репликации. Белок SeqA оказался
негативным регулятором инициации репликации, действующим на этапе
взаимодействия oriC с бактериальными мембранами.
Роль белка SeqA в регуляции репликации бактериальных хромосом.
Ген seqA кодирует белок длиной в 181 аминокислотный остаток, инактивация
которого летальна для бактериальных клеток. Исследование взаимодействия
этого белка с неметилированной, частично и полностью метилированной
областями начала репликации методом смещения полос при электрофорезе в
полиакриламидном геле показало его предпочтительное связывание с частично
метилированными последовательностями. Однако для полной (контекст-
зависимой) специфичности его взаимодействия требуется присутствие
дополнительных факторов. Действительно, в составе ДНК-белковых
комплексов, образованных с участием частично метилированных
последовательностей oriC, обнаружен белок с молекулярной массой 24 кДа,
который специфически взаимодействует с метилированной цепью ДНК в oriC.
Скрининг клонотеки последовательностей E. coli позволил клонировать ген
hobH (hemimethylated origin binding), кодирующий этот белок. Мутации по
данному гену приводили к частичной утрате бактериальными клетками
синхронизации в инициациях репликации, что также косвенно указывает на
участие белка HobH в регуляции инициации репликации бактериальных
хромосом на ранних стадиях клеточного цикла. Однако истинная роль этого
белка в репликации окончательно не известна.
Период эклипса может заканчиваться в результате постепенного
завершения метилирования частично метилированной последовательности
oriC, находящейся в комплексе с мембранами. Полное метилирование этих
последовательностей предотвращает их взаимодействие с мембранами и
делает доступными для инициатора DnaA.
Терминация репликации. Встреча двух репликативных вилок в конце
цикла репликации бактериальной хромосомы сопровождается несколькими
событиями, которые необходимы для полного разделения двух
образовавшихся бактериальных хромосом до деления клетки. Движение
репликативных вилок навстречу друг другу сопровождается гомологичной
рекомбинацией между дочерними хроматидами. В том случае, если количество
произошедших рекомбинаций нечетное, образуется димер бактериальной
хромосомы, тогда как при четном числе рекомбинаций – две катенированные
(зацепленные друг за друга) хромосомы. Во втором случае разделение
катенанов с помощью топоизомеразы IV приводит к полному разделению
дочерних хромосом, тогда как в случае димера бактериальной хромосомы этого
недостаточно. Разделение димера с образованием мономеров происходит в
результате сайт-специфической рекомбинации в локусе dif под действием
резольвазы (сайт-специфической рекомбиназы) XerCD.
4.2.2. Регуляция репликации плазмиды ColE1
Многие клетки прокариот в дополнение к основной хромосоме содержат
небольшие внехромосомные ДНК, называемые плазмидами. Плазмиды,
размеры которых варьируют от нескольких тысяч до сотен тысяч пар
оснований, а число копий на клетку – от одной до нескольких сотен, способны к
автономной (независимой от основной хромосомы) репликации и стабильно
наследуются в ряду клеточных поколений. Хотя многие плазмиды дают
клеткам-хозяевам ощутимые селективные преимущества (устойчивость к
антибиотикам, тяжелым металлам и т.п.), большинство из них являются
криптическими, т.е. не проявляющимися в видимом фенотипе клеток.
Поскольку их существование – это весомая нагрузка на метаболизм клеток-
хозяев, остается непонятным смысл их эволюционной стабильности. Несмотря
на то что в природных условиях бактериальные клетки, по-видимому, не
испытывают давления отбора, направленного на сохранение плазмид внутри
клеток, последние с помощью тонких механизмов, регулирующих число их
копий в клетках, стабильно сегрегируют между дочерними бактериальными
клетками.
Область начала репликации небольшой плазмиды ColE1, несущей гены
устойчивости к колицинам, традиционно используется в генной инженерии при
конструировании векторных молекул ДНК, которые находят применение для
клонирования и экспрессии в клетках E. coli коротких последовательностей
нуклеотидов. Именно поэтому целесообразно рассмотреть механизмы
контроля репликации плазмиды ColE1.
Инициация репликации плазмиды ColE1. Репликация плазмиды ColE1
происходит в одном направлении (однонаправленная репликация) с
использованием репликативного аппарата клетки-хозяина. Сама по себе
плазмида не кодирует ни одного фермента, который требовался бы для ее
репликации. Область начала репликации содержит два промотора, один из них
обеспечивает синтез РНК-праймера (РНК II), необходимого для инициации
репликации плазмиды. Синтезированная РНК II, длина которой зависит от типа
реплицируемой плазмиды, далее подвергается процессингу с помощью
РНКазы H с образованием РНК длиной в 550 нуклеотидов. Эта молекула
эффективно используется ДНК-полимеразой I в качестве праймера при синтезе
ведущей цепи ДНК. В отсутствие РНКазы H затравкой во время репликации
служит 3’-конец РНК II, хотя и с меньшей эффективностью. В клетках,
дефектных по РНКазе H и ДНК-полимеразе, инициация репликации ColE1
осуществляется ДНК-полимеразой III с участием РНК II по механизму, подробно
рассмотренному выше.
Все три механизма инициации репликации плазмиды основаны на
уникальном свойстве РНК II образовывать стабильный ДНК–РНК-гибрид в
области начала репликации. Действительно, обычные транскрипты
освобождаются из транскрипционного комплекса после завершения
транскрипции и отделения РНК-полимеразы от матрицы, чего не происходит с
РНК II. Анализ мутантов плазмиды, дефектных по репликации, а также их
ревертантов показал, что в стабильном гибриде РНК II с матрицей происходит
взаимодействие между G-богатой петлей РНК II, образованной 265
нуклеотидами выше точки инициации репликации (положение –265), и С-
богатым участком ДНК, расположенным в окрестностях нуклеотида –20
(рис. I.48, а). Обе эти последовательности оказались консервативными у
родственных плазмид pMB1, p15A и KSF1030. Взаимодействия между
указанными последовательностями, по-видимому, происходят в тот момент,
когда РНК-полимераза еще находится в транскрипционном комплексе и цепи
ДНК в окрестностях комплекса расплетены. Равновесие между двумя
альтернативными конформациями РНК II является критическим в определении
доли молекул РНК, остающейся в ДНК–РНК-гибриде, необходимом для
инициации репликации плазмиды. Выбор между двумя альтернативными
конформациями РНК II определяется первичной структурой участка,
расположенного между нуклеотидами –359 и –380 (последовательность β) (см.
рис. I.48, б). Эта последовательность может взаимодействовать с выше
расположенной комплементарной последовательностью α (структура αβ) или с
гомологичной последовательностью γ, расположенной __________ниже (структура βγ).
После того как РНК-полимераза транскрибирует первые 200 нуклеотидов,
образовавшаяся РНК II формирует временную вторичную структуру, для
которой характерно наличие трех доменов типа "стебель–петля" (I, II и III).
Удлинение РНК II еще на несколько нуклеотидов приводит к разрушению
стебля III и образованию стебля IV, который стабилизируется в результате
комплементарных взаимодействий между последовательностями α и β. В
течение последующей элонгации РНК II у нее возникают две альтернативные
возможности формировать свою вторичную структуру. Выбор в пользу той или
иной конформации зависит от того, останется ли последовательность β
связанной с последовательностью α или же образует новые контакты с γ-
последовательностью. Переход от комплементарных пар αβ к βγ
сопровождается сильными изменениями конформации РНК II, которые в
конечном счете определяют ее способность служить праймером при
репликации плазмиды. Молекулы РНК II в конформации αβ могут образовывать
РНК–ДНК-гибрид, служащий субстратом для РНКазы H, а в конформации βγ
такой способностью не обладают. Предложенная модель подтверждается,
прежде всего, тем, что мутации, делающие предпочтительным образование
конформации βγ из-за дестабилизации стебля IV, затрудняют
функционирование РНК II в качестве праймера и приводят к понижению числа
копий плазмиды ColE1 внутри бактериальных клеток. Такие мутантные
плазмиды, дефектные по репликации, активизируются в результате
супрессорных мутаций, стабилизирующих стебель IV. Таким образом,
инициация репликации плазмиды ColE1 зависит от способности РНК II
образовывать РНК–ДНК-гибрид вблизи точки начала репликации (ori). При этом
на образование гибрида оказывают влияние вторичная и третичная структуры
выше расположенной последовательности нуклеотидов предшественника
праймера.
Рис. I.48. Схема регуляции репликации плазмиды ColE1
а – предполагаемая вторичная структура РНК II, после транскрибирования
РНК-полимеразой ∼ 500 нуклеотидов ДНК плазмиды; дальнейшее
удлинение РНК II сопровождается образованием ДНК–РНК-гибрида
(жирная стрелка) между РНК II и транскрибируемой ДНК;
б – возможный механизм контроля репликации плазмиды. В верхней части
рисунка изображена генетическая карта участка ДНК, необходимого для
инициации репликации плазмидной ДНК и ее контроля. Схематически
представлены пространственные структуры двух ингибиторов репликации
плазмиды: РНК I и белка Rop. В нижней части изображены две
альтернативные конформации РНК II, образующиеся под действием РНК I,
I–X – элементы вторичной структуры
Контроль числа копий плазмиды ColE1. Контроль инициации
репликации плазмиды ColE1 осуществляется главным образом на уровне
изменения пространственной структуры РНК II. Поскольку плазмиды
контролируют собственный биосинтез, т.е. их репликация проходит по
аутокаталитическому механизму, было постулировано, что инициация
репликации ColE1 находится под влиянием ингибитора, кодируемого
плазмидой, концентрация которого в клетке тем выше, чем больше число
внутриклеточных копий плазмиды. Действительно, анализ механизмов
репликации мутантных плазмид, для которых характерна высокая копийность,
позволил выявить два транс- действующих фактора, кодируемых плазмидой и
оказывающих влияние на репликацию плазмиды in vivo.
Основным ингибитором репликации оказалась небольшая РНК длиной в
108 нуклеотидов, названная РНК I, полностью комплементарная 5’-концевой
последовательности предшественника праймера (РНК II). Промотор гена РНК I
расположен в области начала репликации плазмиды ColE1 и направлен в
противоположную сторону по отношению к промотору РНК II (см. рис. I.48).
Комплементарные взаимодействия между РНК I и РНК II оказывают влияние на
образование пространственной структуры РНК II таким образом, что
предпочтительно возникает конформация βγ, неактивная в отношении
инициации репликации (см. рис. I.48, б, внизу справа).
Взаимодействие между РНК I и РНК II происходит продуктивно лишь до
тех пор, пока синтезируется короткий транскрипт РНК II длиной не более 80
нуклеотидов. Хотя взаимодействие РНК I с такой короткой
последовательностью нуклеотидов происходит медленнее, чем с транскриптом
длиной в 360 нуклеотидов, в последнем случае РНК I не оказывает влияния на
конформацию 5’-концевой части РНК II и на ее способность функционировать в
качестве затравки при репликации плазмиды (конформация αβ, рис. I.48, б,
внизу слева). Из этого ясно, что скорость образования гибридов между РНК I и
РНК II является определяющей для эффективного функционирования
механизма регуляции репликации плазмиды. Процесс взаимодействия РНК I и
РНК II в настоящее время детально изучен. Он проходит через образование
нескольких промежуточных продуктов и завершается получением стабильного
гибрида между полностью комплементарными друг другу РНК I и 5’-концевой
областью РНК II.
РНК-организующий белок Rop. Ген второго компонента, негативно
регулирующего репликацию плазмиды ColE1, картирован непосредственно за
областью начала репликации. Этот ген кодирует 63-звенный белок, названный
Rop (repressor of primer), существующий в растворе в виде димера. Как in vivo,
так и in vitro Rop усиливает ингибирующую активность РНК I, не оказывая
влияния на синтез РНК II. При этом Rop влияет на начальные фазы
взаимодействия РНК I и РНК II, облегчая переход очень нестабильного
промежуточного продукта С* в более стабильный – Сm*. Белок Rop обладает
высоким сродством к С* и лишь слабо взаимодействует с изолированными
РНК I и РНК II in vitro. Предполагают, что Rop проявляет незначительную
специфичность в отношении последовательностей нуклеотидов и распознает
некоторые общие особенности структуры комплекса РНК I–РНК II,
возникающего на ранних этапах их взаимодействия. Таким образом, функции
белка Rop, по-видимому, заключаются в преобразовании нестабильного
комплекса РНК–РНК в более стабильный, что, в свою очередь, сопровождается
подавлением формирования праймера, необходимого для инициации
репликации плазмиды ColE1.
Использование антисмысловых РНК в контроле репликации
бактериальных плазмид является распространенным приемом. В частности,
репликация небольшой, низкокопийной плазмиды R1 контролируется белком
RepA, который участвует в инициации репликации плазмиды в качестве
позитивного регуляторного фактора. Синтез RepA, в свою очередь,
регулируется посттранскрипционно с помощью небольшой антисмысловой РНК
CopA, которая связывается с RepA-мРНК в результате многоступенчатой
реакции, напоминающей образование гибрида между РНК I и РНК II,
рассмотренное выше. Такое взаимодействие подавляет экспрессию гена repA,
возможно, вследствие расщепления РНК–РНК-дуплекса РНКазой III.
Внутриклеточная концентрация антисмысловой CopA-РНК прямо
пропорциональна числу копий плазмиды R1. Аналогичный механизм описан и
для регуляции инициации репликации плазмиды pT181 Staphylococcus aurеus.
При получении бактериальных векторов для генной инженерии, многие
из которых содержат область начала репликации плазмиды ColE1, с целью
повышения числа их копий в бактериальных клетках часто используют
ингибиторы биосинтеза белка, в частности хлорамфеникол. После обсуждения
механизмов регуляции контроля репликации этой плазмиды становятся
понятными принципы, на которых основан данный прием. Действительно,
внесение в культуральную среду хлорамфеникола блокирует биосинтез
бактериальных белков, в том числе, и белка Rop, который необходим для
эффективного подавления инициации репликации плазмиды под действием
РНК I. В результате нарушается контроль копийности плазмид в бактериальных
клетках, и они начинают непрерывно реплицироваться, используя для этой
цели предварительно синтезированные бактериальные белки.
Известно, что две фенотипически различающиеся плазмиды,
использующие одинаковый механизм контроля репликации, несовместимы в
одной бактериальной клетке. Клетки, содержащие две плазмиды из разных
групп совместимости, в процессе размножения быстро образуют две
популяции, каждая из которых содержит только один тип плазмид. Это
происходит вследствие случайного выбора плазмид для репликации внутри
бактериальных клеток и случайного распределения исходного пула плазмид по
дочерним клеткам. Эволюционное возникновение механизма контроля
репликации бактериальных плазмид с использованием антисмысловых РНК
расширило возможности появления плазмид, принадлежащих к разным группам
совместимости и сосуществующих в одних и тех же бактериальных клетках.
Действительно, несмотря на использование одного и того же механизма,
антисмысловые РНК, обладающие разными последовательностями
нуклеотидов, не смогут узнавать "чужие," гетерологичные РНК-мишени. Это
позволяет таким плазмидам сосуществовать в одной бактериальной клетке и
создает условия для их более широкого распространения в природных
популяциях микроорганизмов.
4.3. Особенности репликации линейных геномов
Кольцевые замкнутые геномы характерны для многих бактерий, их
плазмид и некоторых вирусов. У подавляющего большинства других
организмов геном представлен линейными молекулами ДНК в составе одной
или нескольких хромосом. Размышления о механизмах репликации линейных
молекул ДНК породили так называемую проблему отстающей цепи ДНК,
которая в природных условиях решается весьма эффективно. Проблема
заключается в том, что синтез отстающей цепи ДНК, как уже было показано
выше, происходит в виде коротких фрагментов Оказаки, для инициации синтеза
которых требуются РНК-затравки (рис. I.49). После удаления затравки на конце,
по крайней мере, одной из вновь синтезированных в процессе репликации
молекулы ДНК образуется одноцепочечная брешь, которая не может быть
заполнена ДНК-полимеразой, поскольку она не функционирует в отсутствие
праймера. Вследствие этого в каждом раунде репликации должно было бы
происходить укорачивание хромосом с обоих концов, что приводило бы к
потере генетической информации, закодированной в концевых фрагментах
ДНК. Кроме того, большие размеры молекул ДНК, заключенных в
индивидуальные хромосомы, требуют специальной организации их
реплицирующего аппарата. В соответствии с этим представляется
целесообразным кратко рассмотреть особенности репликации ДНК линейных
геномов.
Рис. I.49. Проблема репликации отстающей цепи ДНК линейных
хромосом
1 – отстающая цепь реплицирующейся ДНК синтезируется с
использованием фрагментов Оказаки, содержащих на 5’-концах РНК-
затравки (зачерненные прямоугольники); 2 – по завершении синтеза
затравки удаляются и фрагменты лигируются с образованием бреши на 5’-
конце вновь синтезированной цепи ДНК, прилегающем к концу хромосомы
4.3.1. Линейные хромосомы бактерий
Афоризм Жака Моно: "То, что верно для E. coli, – верно и для других
бактерий (слона)" получил широкое распространение. К счастью, на деле все
обстоит не так скучно. До недавнего времени общепринятым было
представление о кольцевой структуре бактериальных хромосом. Однако в
1989 г. была впервые описана у спирохеты Borrelia burgdorfery линейная
бактериальная хромосома, которую идентифицировали с помощью
электрофореза в импульсном электрическом поле. Размер этого генома
составлял всего 960 т.п.о. Вскоре было обнаружено, что линейная и кольцевая
хромосомы сосуществуют одновременно у Agrobacterium tumefaciens, а у
грамположительных бактерий рода Streptomyces, обладающих одним из самых
больших бактериальных геномов (∼8000 т.п.о.), имеется одна линейная
хромосома. Представитель актиномицетов Rhodococcus fascians также, по-
видимому, обладает линейной хромосомой. Линейные хромосомы у бактерий
часто сосуществуют с линейными плазмидами и широко распространены в
природе.
Линейные хромосомы и плазмиды наиболее хорошо изученных бактерий
рода Streptomyces содержат концевые инвертированные повторы (terminal
inverted repeats – TIRs), с которыми ковалентно связаны концевые белки (TP).
Несмотря на то что подобные структуры характерны для хромосом
аденовирусов и бактериофага φ29 Bacillus subtilis, механизм репликации
хромосом стрептомицетов существенно отличается от такового вирусных
геномов. Если у вирусов синтез ДНК инициируется на конце хромосомы с
использованием в качестве затравки TP, ковалентно связанного с нуклеотидом,
Дата добавления: 2015-08-29; просмотров: 26 | Нарушение авторских прав
| <== предыдущая лекция | | | следующая лекция ==> |