возникновения адаптивных мутаций.
Во время рекомбинационного обмена цепями ДНК, индуцированного
двухцепочечными разрывами, происходит синтез новых цепей ДНК-
полимеразой III, сопровождаемый ошибочным включением нуклеотидов. (Как
уже упоминалось в разделе 5.1.2, ДНК-полимераза III является активным
участником SOS-мутагенеза у бактерий.) Такие ошибочно включенные
нуклеотиды с высокой вероятностью могут закрепляться в геноме в виде
мутаций из-за ослабления эффективности функционирования системы
эксцизионной репарации у бактериальных клеток, находящихся в стационарной
фазе роста, и, следовательно, формирования у голодающих бактериальных
клеток мутаторного фенотипа. При случайном возникновении мутации,
возвращающей клетку к нормальному Lac+-фенотипу, мутантная бактерия
выходит из стационарной фазы и начинает активно делиться. При этом
происходит восстановление обычного функционирования системы репарации.
Как можно видеть, обсуждаемая модель не оставляет места
классическому неоламаркизму. При реализации такого механизма
возникновение "адаптивной" мутации определяет случай, и после ее появления
происходит клональное замещение исходной популяции бактерий мутантными
клетками. Однако выбор самих генетических локусов, в которых могут
происходить такие мутации, уже не является случайным. Он генетически
детерминирован, на мой взгляд, структурой бактериального генома. В
соответствии с развиваемой в разделе 5.3 концепцией альтруистичной ДНК,
адаптивные мутации являются в конечном итоге естественным следствием
дифференциальной защиты отдельных генетических локусов от спонтанных
мутаций, определяемой пространственной структурой ДНК локусов. Как будет
следовать из дальнейшего изложения, частота мутаций в первом приближении
обратно пропорциональна уровню конденсации ДНК конкретного генетического
локуса и определяется физической доступностью отдельных его частей
химическим мутагенам и(или) ферментам системы репарации. Кроме того,
индукция транскрипции этих предетерминированных локусов или даже простое
удаление регуляторных белков из промоторной зоны генов могли бы изменять
их пространственную структуру и, как следствие, уровень мутабильности
соответствующих участков генома.
5.1.6. Механизмы защиты генома от мутаций
Несмотря на то что иногда мутации помогают организму выжить,
подавляющее большинство мутационных изменений генома нежелательно и
сопровождается развитием различных патологических состояний мутантной
особи или отдельной соматической клетки. Жестко действующий естественный
отбор, в частности, через систему иммунного надзора элиминирует мутантные
соматические клетки, опасные для существования многоклеточного организма,
например предотвращая иногда развитие онкологических или аутоиммунных
заболеваний. Однако к гораздо более плачевным последствиям приводит
элиминация естественным отбором целой мутантной особи, так как это
сопровождается непродуктивной гибелью большого числа соматических клеток
и является расточительным с точки зрения энергетических затрат на их
биосинтез. Генетическая информация любого организма тщательно защищена
от мутационных повреждений, что делает мутации в жизненно важных локусах
генома очень редкими. Защита осуществляется на нескольких уровнях. Прежде
всего, организм старается не допустить попадания химических мутагенов в
жизненно важные локусы своего генома. Это достигается двумя путями. Во-
первых, избыточные последовательности нуклеотидов ДНК, экранируя
кодирующие последовательности нуклеотидов в геноме эукариот, принимают
удар большей части химических мутагенов на себя, не допуская их попадания в
такие локусы. Те же цели могут быть достигнуты за счет особой
пространственной организации ДНК в конкретных участках генома (подробнее
см. раздел 5.3). Во-вторых, в клетках имеются многочисленные высоко- и
низкомолекулярные ловушки мутагенов, важнейшими из которых являются:
маннит, энкефалины, индолы, желчные кислоты и их производные, α-
токоферол, аскорбиновая кислота, тирозин, серотонин, а также ряд других
соединений экзогенного и эндогенного происхождения.
К сожалению, обе системы защиты не обладают 100%-й
эффективностью. То же можно сказать и о точности функционирования
ферментных систем, осуществляющих воспроизведение генетической
информации. Поэтому многочисленные нарушения первичной структуры ДНК
неизбежны. Тем не менее, большинство первичных повреждений не
превращается в мутации благодаря функционированию высокоэффективных
систем репарации ДНК, состоящих из многих ферментных компонентов. Из-за
исключительной важности функционирования систем защиты генетической
информации в поддержании эффективной экспрессии генов ниже будут
рассмотрены основные компоненты систем репарации ДНК и принципы их
работы.
5.2. Репарация ДНК
Большая группа молекулярно-генетических явлений, известная в
настоящее время под общим названием "репарация повреждений ДНК", была
осознана как отдельный и очень важный биологический феномен лишь в конце
1950-х годов. По мнению Ф. Сталя такая задержка в развитии этого
направления исследований была связана с широко распространенным
мнением о том, что гены, как чрезвычайно тонко и точно организованные
биологические структуры, должны быть хорошо защищены от самой
возможности биохимических повреждений, например путем упаковки в
высокоэффективную защитную оболочку. В то время невозможно было
представить себе ген в виде нестабильной макромолекулы, структура которой
динамически изменяется на протяжении жизненного цикла организма,
непрерывно отклоняясь от своего начального состояния и возвращаясь к
исходной структуре в результате координированного функционирования
большого числа ферментных систем.
5.2.1. Основные механизмы репарации поврежденной ДНК
Рис. I.56. Участок ДНК с основными повреждениями, вызываемыми
УФ-светом
а – тиминовый димер циклобутанового типа; б – пиримидиновый димер,
соединенный 6–4 связью.
С – цитозин; Т – тимин
Как уже упоминалось выше, имеются два типа нарушений структуры ДНК,
которые в конечном итоге приводят к мутациям. Это, во-первых, включение
нормальных нуклеотидов в аномальное окружение из последовательностей
нуклеотидов, приводящих к образованию неправильно спаренных оснований и
петель разных размеров. Во-вторых, появление повреждений ДНК в виде
аномальных нуклеотидов в правильных последовательностях ДНК. В этом
случае речь идет о различных химических модификациях нуклеотидов, включая
их разрушение и образование поперечных сшивок. Помимо того, что
повреждения ДНК часто являются причиной мутаций, они еще могут приводить
к задержке и полному блокированию репликации и транскрипции.
При исследовании механизмов репарации ДНК первые важные
результаты были получены на клетках, облученных УФ-светом с длинами волн
240–280 нм. УФ-облучение клеток часто сопровождается их гибелью,
образованием мутаций и злокачественной трансформацией, что вызвано в
первую очередь повреждениями их ДНК. Среди первичных повреждений такого
рода наиболее часто встречаются биспиримидиновые фотопродукты:
пиримидиновые димеры циклобутанового типа, соединенные связью 6–4
(рис. I.56). Как про-, так и эукариоты имеют несколько ферментных систем,
которые разделяют пиримидиновые димеры или восстанавливают исходную
структуру азотистых оснований. К таким репаративным системам относится,
прежде всего, система эксцизионной репарации ДНК, осуществляющая
вырезание поврежденных нуклеотидов (nucleotide excision repair – NER) или
азотистых оснований (base excision repair – BER). Система ферментативной
фотореактивации ДНК (photoreactivation – PHR), основным компонентом
которой является ДНК-фотолиаза, разделяет пиримидиновые димеры,
превращая их в нормальные пиримидиновые основания. Кроме того,
поврежденные УФ-светом молекулы ДНК могут репарироваться с участием
систем рекомбинации и в процессе пострепликативного синтеза ДНК. Действие
многих вышеперечисленных систем репарации поврежденной ДНК
распространяется не только на фотопродукты, но и на другие
модифицированные основания, образующиеся под действием химических
мутагенов. Отдельно следует упомянуть систему, распознающую неправильно
спаренные основания в двойной спирали ДНК, возникающие в результате
ошибок репликации.
Большинство исследованных организмов обладают системами
репарации ДНК в различных комбинациях. Так, клетки E. coli для удаления
фотопродуктов используют системы NER и PHR, тогда как у человека
пиримидиновые димеры циклобутанового типа удаляются исключительно
системой NER. Системы эксцизионной репарации NER и BER благодаря своей
универсальной полифункциональности занимают центральное место среди
систем репарации ДНК.
5.2.2. Эксцизионная репарация в клетках животных
Эксцизионная репарация ДНК путем удаления поврежденных
азотистых оснований (BER). Система BER вызывает защиту геномной ДНК от
повреждений, вызываемых главным образом алкилирующими агентами, а
также эндогенными генотоксическими соединениями, включая внутриклеточные
радикалы кислорода и другие реакционноспособные метаболиты, часть из
которых уже обсуждалась в начале этой главы. BER начинает функционировать
с отщепления ошибочно включенных или модифицированных оснований от
дезоксирибозы под действием ключевого фермента – ДНК-гликозилазы,
обладающего способностью отщеплять большое число модифицированных
оснований ДНК (рис. I.57). Кроме этих модифицированных оснований в
процессе BER может происходить удаление и других производных,
образующихся под действием химических мутагенов. В частности, недавно
было показано, что по такому же механизму происходит вырезание
этонопуриновых производных оснований, образующихся под действием
винилхлорида, а также С8-аддуктов аминофлуорена с остатками гуанина.
Разные ДНК-гликозилазы благодаря их различной субстратной специфичности
осуществляют удаление конкретных модифицированных оснований (табл. I.20).
Таблица I.20
ДНК-гликозилазы и эндонуклеазы клеток микроорганизмов и
человека, участвующие в BER
Фермент Источник Ген Субстрат (см.
рис. I.57)
Урацил-ДНК-гликозилаза E. coli
S. cerevisiae
Человек
ung
UNG
UDG
а
ｻ
ｻ
3-Метиладенин-ДНК-гликозилаза E. coli
ｻ
S. cerevisiae
Человек
tag
alkA
MAG
MPG
к
з, к–м, (б, и)
б, к, л
к, (д)
Fapy/8-оксогуанин-ДНК-
гликозилаза
(fapy – формамидопиримидин)
E. coli
S. cerevisiae
Человек
fpg/mutM
?
?
в–д
г и/или д
ｻ
Эндонуклеаза III/тимингликоль-
ДНК-гликозилаза
E. coli nth в, е, ж
Эндонуклеаза VIII E. coli nei ｻ
A-G-ДНК-гликозилаза ｻ
Человек
mutY
?
Аденин/в
ｻ
G-T-ДНК-гликозилаза ｻ? G-T, (U-G)
УФ-эндонуклеаза T4
M. luteus
?
?
Пиримидиновые
димеры
То же
Гидроксиметилурацил-ДНК-
гликозилаза
Человек? з
Формилурацил-ДНК-гликозилаза ｻ? Ж
Примечание. В скобках приведены предположительные субстраты.
Рис. I.57. Модифицированные азотистые основания ДНК, удаляемые
ДНК–гликозилазами при функционировании BER
а – урацил; б – гипоксантин; в – _______5–гидроксицитозин; г – 2,5-диамино-4-
формамидопиримидин; д – 7,8-дигидро-8-оксогуанин; е – мочевина; ж –
тимингликоль; з – 5-формилурацил; и – 5-гидроксиметилурацил; к – 3-
метиладенин; л – 7-метилгуанин; м – 2-метилцитозин
АР-дезоксирибоза (apurinic/apyrimidinic deoxyribose), образовавшаяся в
результате удаления модифицированного азотистого основания
апуринового/апиримидинового (AP-) сайта, далее вырезается с помощью АР-
лиазы, которая освобождает ее 3’-конец, и АР-эндонуклеазы, гидролизующей
ее 5’-концевую фосфодиэфирную связь в АР-сайте (см. рис. I.58).
Однонуклеотидная брешь затем заполняется с помощью ДНК-полимеразы, и
фосфодиэфирная связь восстанавливается в реакции лигирования. У E. coli
репаративный синтез ДНК выполняет ДНК-полимераза I, у дрожжей – ДНК-
полимераза δ. Из трех ДНК-лигаз, которыми обладают клетки животных, в BER,
по-видимому, участвует ДНК-лигаза III.
Рис. I.58. Основные пути и этапы эксцизионной репарации у
животных
Цифрами обозначены последовательные этапы функционирования BER и
NER
В последнее время начаты исследования механизмов сопряжения BER с
другими генетическими процессами, протекающими внутри клеток:
транскрипцией, репликацией ДНК и регуляцией клеточного цикла. Для
соматических клеток менее опасно иметь повреждения ДНК, связанные с
появлением некодирующих (AP-) участков, чем ошибочно кодирующих
оснований, поскольку последние приводят к образованию мутаций, тогда как
первые допускают осуществление полноценной пострепликативной репарации
повреждений. ДНК-гликозилазы, участвующие в BER, способны переводить
сайты, содержащие модифицированные основания (например урацил), в
некодирующие сегменты одной из цепей ДНК. Урацилгликозилазы,
ассоциированные с белковыми комплексами репликативных вилок, действуют
очень эффективно на одноцепочечные ДНК, и их активность регулируется во
время клеточного цикла.
Эксцизионная репарация ДНК путем удаления нуклеотидов (NER).
Если в системе BER происходит удаление отдельных поврежденных азотистых
оснований ДНК путем разрыва соответствующих N-гликозидных связей между
азотистыми основаниями и остатками дезоксирибозы, то в системе NER
поврежденные азотистые основания вырезаются в составе олигонуклеотидов.
NER может осуществляться двумя путями. В первом случае происходит
гидролиз фосфодиэфирной связи по 3’- или 5’-концу на некотором расстоянии
от ошибочно спаренного (поврежденного) нуклеотида, который далее целиком
удаляется под действием 5’→3’- (или 3’→5’-) экзонуклеазы, гидролизующей
цепь ДНК нуклеотид за нуклеотидом в соответствующем направлении от
первоначального одноцепочечного разрыва в репарируемой ДНК.
Образующаяся брешь далее заполняется ДНК-полимеразой. Такой механизм
репарации реализуется у E. coli и человека для вырезания неповрежденных
(немодифицированных) ошибочно спаренных нуклеотидов. Механизм
последовательного эндо- и экзонуклеазного расщепления ДНК не используется
для удаления поврежденных (измененных) нуклеотидов. Это связано, по-
видимому, с тем, что такие нуклеотиды (например возникшие в результате
образования аддуктов с мутагенами) часто являются ингибиторами
экзонуклеаз.
Одним из решений данной проблемы представляется использование
ферментной системы, которая вносила бы одноцепочечные разрывы по обе
стороны от поврежденного нуклеотида на некотором расстоянии от него с
последующим удалением одноцепочечного фрагмента ДНК, содержащего
измененный нуклеотид. Действительно, такой второй механизм эксцизионной
репарации функционирует у всех исследованных видов живых организмов и
будет рассмотрен ниже более подробно.
В универсальном механизме эксцизионной репарации как прокариоты,
так и эукариоты гидролизуют 3–5-ю фосфодиэфирную связь с 3'-конца от
повреждения (см. рис. I.56). При этом прокариоты гидролизуют также 8-ю связь
от 5’-конца измененного нуклеотида, тогда как у эукариотических организмов
происходит одноцепочечный разрыв на расстоянии 21–25 нуклеотидов от
повреждения со стороны его 5’-конца. Таким образом, прокариоты удаляют
измененный нуклеотид в составе 12–13-членных олигомеров, тогда как
эукариоты – в составе одноцепочечных фрагментов ДНК длиной в 27–29
нуклеотидов. Ферментная система, вносящая такие двойные одноцепочечные
разрывы, получила название эксцизионной нуклеазы (эксцинуклеазы).
Образующаяся в молекуле репарируемой ДНК одноцепочечная брешь далее
заполняется с помощью ДНК-полимеразы, а фосфодиэфирная связь в
остающемся одноцепочечном разрыве восстанавливается ДНК-лигазой.
Генетика NER. Гены NER E. coli uvrA, uvrB и uvrC не обнаруживают
гомологии с соответствующими генами человека. В отличие от них гены NER
дрожжей и человека высокогомологичны, и энзимология эксцизионной
репарации в этих двух системах также обладает большим сходством. По
крайней мере, три заболевания у человека вызываются генетическими
нарушениями системы эксцизионной репарации: пигментная ксеродерма,
синдром Кокейна и трихотиодистрофия.
Кожа больных пигментной ксеродермой обладает повышенной
чувствительностью к дневному свету, что проявляется в виде фотодерматозов,
включая рак кожи. В ряде случаев отмечены аномалии нервной системы,
причиной которых являются мутации в одном из семи генов: XPA, XPB,...XPG.
Однако описаны больные с классическими симптомами пигментной
ксеродермы, но с ненарушенной системой NER. Для клеток этих больных
характерны изменения в так называемой пострепликативной репарации.
Больным с синдромом Кокейна присущи нарушения роста, умственная
отсталость, катаракты, повышенная чувствительность к свету с
сопутствующими дерматозами. Обнаружены мутации в двух группах генов,
приводящие к этому заболеванию. У больных с мутантными генами CS-A или
CS-B клетки способны нормально репарировать УФ-повреждения ДНК. У другой
группы больных обнаружены мутации в генах XPB, XPD или XPG. У больных
трихотиодистрофией со смешанными симптомами выявлены мутации в генах
XPB или XPD. Классические симптомы этого заболевания, по-видимому,
являются следствием мутации в гене транскрипционного фактора TFIIH.
Получение мутантов с измененной NER у грызунов позволило разбить
такие гены на 11 групп комплементации, большинство из которых соответствует
группам комплементации XP и CS человека. Часть соответствующих генов
человека удалось клонировать, используя их способность исправлять
(комплементировать) генетические дефекты в культивируемых мутантных
клетках грызунов. Эти гены получили название кросс-комплементирующих
генов эксцизионной репарации (ERCC – excision repair cross complementing).
Среди них гены XPE и ERCC6 – ERCC11 не требовались для прохождения
основных реакций эксцизионной репарации, и их функция неизвестна.
Структура и функции белков NER. В табл. I.21 суммированы
некоторые свойства белков животных, участвующих в NER. Большинство таких
белков существует in vivo в виде комплексов, поэтому необходимо иметь в
виду, что ферментативные активности, обнаруживаемые у отдельных
Таблица I.21
Белки животных, участвующие в NER
Белковая
система
Белки системы Ферментативная
активность
Функция в репарации
XPA XPA (p31) Связывание ДНК Распознавание
повреждения
RPA p70
p34
p11
То же То же
TFIIH XPB/ERCC3 (p89)
XPD/ERCC2 (p80)
р62
р44
Cdk7 (p41)
CycH (p38)
ДНК-зависимая АТРаза
Локальное расплетание
ДНК
Фактор транскрипции
Киназа, активирующая
Cdk
Образование
преинцизионного
комплекса
Сопряжение транс -
крипции и репарации
p34
XPC XPC (p125)/
HHR23B (p112)
Связывание ДНК?
XPF XPF/ERCC4 (p112)
ERCC1 (p33)
Эндонуклеаза 5’-Концевое надреза-
ние ДНК
XPG XPG/ERCC5
(p135)
ｻ 3’-Концевое надреза-
ние ДНК
белков в очищенном состоянии, могут не иметь прямого отношения к их
функциям в системе NER.
XPA – белок с молекулярной массой 31 кДа, обладает доменом типа
"цинковые пальцы", участвует в распознавании поврежденного участка ДНК. Он
также взаимодействует с другими компонентами системы и может
функционировать в качестве фактора нуклеации для экзонуклеазы. XPA
взаимодействует своим N-концевым доменом с гетеродимером ERCC1–XPF, а
С-концевым доменом – с TFIIH. Кроме того, белок RPA (HSSB) образует
комплекс с XPA и усиливает его специфичность в отношении поврежденной
ДНК.
RPA (HSSB) – тример, состоящий __________из белковых субъединиц р70, р34 и
р11, необходим для репликации ДНК и репаративного синтеза, а также для
прохождения этапа двойного надреза ДНК во время эксцизионной репарации.
Он обладает умеренным сродством к поврежденной ДНК.
TFIIH – олигомерный комплекс, в состав которого входят белки р89, р80,
р62, р44, р41, р38 и р34. Этот белковый комплекс первоначально был открыт
как один из семи основных факторов транскрипции, необходимых для
эффективного функционирования РНК-полимеразы II. Случайно было
установлено, что его субъединица р89 идентична белку репаративного
комплекса XPB, а также обнаружено отсутствие функциональной
комплементации между бесклеточными экстрактами клеток с мутантными
белками XPB и XPD, определяемой по восстановлению репарирующей
активности в смешанных экстрактах. Все это привело к пониманию того, что
весь комплекс TFIIH представляет собой фактор репаративной системы. Белки
XPB и XPD являются ДНК-зависимыми АТРазами, обладают так называемыми
хеликазными доменами и могут (как и сам фактор TFIIH) вызывать
диссоциацию гибридов, образованных между короткими фрагментами ДНК и
одноцепочечной ДНК.
XPC – белок с молекулярной массой ∼125 кДа, существует в виде
гетеродимера в комплексе с белком р58, который является гомологом белка
Rad23 дрожжей (HHR23B). XPC слабо связывается с TFIIH и очень прочно – с
одноцепочечной ДНК.
ERCC1/XPF – чрезвычайно прочный белковый комплекс, с которым
взаимодействует белок XPA. Он обладает эндонуклеазной активностью,
специфичной в отношении одноцепочечной ДНК.
XPG – белковый комплекс, обладающий эндонуклеазной активностью,
специфичной в отношении одноцепочечной ДНК; вовлекается в эксцизионный
комплекс посредством взаимодействия с TFIIH и RPA.
Механизм NER. Процесс NER условно можно разделить на четыре
этапа: а) распознавание поврежденного участка ДНК; б) двойное надрезание
(инцизия) цепи ДНК по обеим сторонам поврежденного участка и его удаление
(эксцизия); в) заполнение бреши в процессе репаративного синтеза; г)
лигирование оставшегося одноцепочечного разрыва ДНК. Феномен NER, как и
многие другие генетические явления, имеющие общебиологическое значение,
впервые обнаружен у E. coli. Было установлено, что мутантные УФ-
чувствительные клетки E. coli не могут удалять из ДНК тиминовые димеры,
возникающие в ответ на действие УФ-света. Вскоре стало ясно, что система
эксцизионной репарации не является специфичной в отношении только
тиминовых димеров, но способна распознавать и удалять любые повреждения
ДНК, возникающие в результате ковалентных модификаций составляющих ее
мономеров. Для понимания механизмов узнавания системой эксцизионной
репарации поврежденных участков ДНК необходимо ответить, по крайней мере,
на три важных вопроса: 1) распознает ли система только поврежденные
(модифицированные) основания в ДНК; 2) как система осуществляет выбор
цепи ДНК для репарации; 3) каковы молекулярные механизмы распознавания
поврежденных участков?
Оказалось, что поврежденные (модифицированные) основания – не
единственный субстрат для этой ферментной системы. NER человека
распознает и удаляет одиночные ошибочно спаренные нуклеотиды, а также
петли длиной в 1–3 нуклеотида. Однако в отличие от истинной репаративной
системы, удаляющей неправильно спаренные основания, NER не может
идентифицировать, нуклеотид какой цепи ДНК оказывается правильным. В
результате происходит вырезание неспаренных нуклеотидов из любой цепи
случайным образом. В отличие от только что рассмотренной ситуации NER
человека способна различать цепи ДНК в случае распознавания поврежденных
нуклеотидов. В частности, показано, что при наличии в ДНК димеров тимина
циклобутанового типа вырезание нуклеотидов происходит исключительно из
поврежденной цепи. Механизм такого распознавания в настоящее время
неизвестен. К сожалению, остается непонятным и молекулярный механизм
узнавания самих поврежденных оснований. Следует заметить, что система
способна распознавать повреждения как сильно, так и слабо деформирующие
вторичную структуру ДНК. При этом не обнаружена линейная зависимость
между коэффициентом специфичности нуклеазы (kcat/km) и уровнем
деформации двойной спирали ДНК. Показано, что в процессе распознавания
участвуют белковые комплексы XPA/RPA, которые преимущественно
связываются с поврежденной ДНК, и TFIIH, обладающий АTP-зависимой ДНК-
расплетающей активностью. Последний взаимодействует с поврежденным
участком ДНК и по аналогии с соответствующим механизмом у E. coli локально
__________раскручивает ДНК, создавая основной преинцизионный комплекс с
поврежденной ДНК.
Недавно было установлено, что три фермента репарации, обладающие
узкой субстратной специфичностью: ДНК-фотолиаза (удаление пиримидиновых
димеров), урацилгликозилаза (удаление урацила из ДНК) и экзонуклеаза III
(гидролиз ДНК в AP-сайтах), втягивают поврежденный участок из двойной
спирали в полость фермента, что приводит кофактор или аминокислотные
остатки активного центра этих ферментов в непосредственный контакт с
расщепляемыми связями ДНК. Не исключено, что система эксцинуклеазы
действует таким же образом.
Основные этапы функционирования NER, следующие за распознаванием
поврежденного участка ДНК, представлены на рис. I.59. После того как
комплекс XPA–RPA связывается с измененным участком ДНК, XPA
взаимодействует с комплексом TFIIH, который создает преинцизионный
комплекс, что сопряжено с гидролизом ATP. ATP-зависимое расплетание ДНК
комплексом TFIIH подготавливает ее к взаимодействию с двумя XP-белками,
обладающими нуклеазной активностью. XPG связывается с TFIIH и вносит
одноцепочечный разрыв с 3’-конца повреждения. Аналогично комплекс ERCC1–
XPF взаимодействует с XPA в составе преинцизионного комплекса и
способствует одноцепочечному разрыву с 5’-конца повреждения. Образование
обоих разрывов является ATP-зависимым, и их расположение на ДНК
высокоспецифично. Как правило, происходят разрывы 5-й и 24-й
фосфодиэфирных связей соответственно от 3’- и 5’-концов поврежденных
участков. Однако расположение точек разрывов может варьировать (см. выше).
Таким образом, в результате подобных одноцепочечных надрезов ДНК может
освобождаться фрагмент длиной 24–32 нуклеотида с преобладанием
фрагментов длиной 27–29 нуклеотидов. На расположение сайтов
одноцепочечных разрывов оказывают влияние как характер повреждения, так и
последовательности нуклеотидов (контекст), окружающих поврежденный
участок. Ту же самую картину инцизии обнаруживают in vivo в ооцитах Xenopus
и у Schizosaccharomyces pombe. На этом основании делают вывод об
универсальном механизме эксцизионной репарации у эукариот.
Рис. I.59. Модель эксцизионной репарации (NER) у млекопитающих
Обозначены белок-белковые и белково-нуклеиновые взаимодействия,
возникающие при функционировании NER. A–F – продукты генов XPA–XPF
Репаративный синтез ДНК у человека является PCNA-зависимым (см.
раздел 4.1.3), т.е. может осуществляться с участием ДНК-полимераз Polδ и
Polε. PCNA связывается с системой праймер–матрица под действием фактора
Дата добавления: 2015-08-29; просмотров: 19 | Нарушение авторских прав
| <== предыдущая лекция | | | следующая лекция ==> |