расположенных __________вслед за ними, поскольку процесс реинициации трансляции
требует вхождения новых факторов инициации трансляции в инициаторный
комплекс, включающий рибосому.
Трансактивация трансляции полицистронных РНК у вирусов.
Предшественники геномной РНК вируса мозаики цветной капусты, а также их
производные, подвергнутые альтернативному сплайсингу, являются
полицистронными мРНК для многих вирусных белков. ОРС сближены друг с
другом, и их не разделяют протяженные межцистронные последовательности.
Такие РНК содержат внутренние AUG-кодоны, которые неэффективно
используются для инициации трансляции в протопластах или трансгенных
растениях, однако начинают функционировать в присутствии вирусных генов-
трансактиваторов (TAV) (рис. I.40,д). В частности, трансактиваторная функция
Рис. I.40. Механизмы трансляции полицистронных мРНК у вирусов
растений
Черные, серые и светлые прямоугольники изображают различные ОРС в
полицистронных РНК, вертикальные линии над ними – AUG-кодоны,
горизонтальные стрелки указывают направление перемещения рибосом
во время шунта, вертикальная стрелка указывает положение частично
супрессируемого стоп-кодона, TAV – гены-активаторы
а, б, в – примеры ослабленного сканирования полицистронных мРНК,
содержащих: а – два сайта инициации трансляции на одной ОРС (вирус
мозаики вигны (cowpea)), б – перекрывающиеся ОРС (вирус желтой
мозаики турнепса), в – две последовательно расположенные ОРС (вирус
скрытой мозаики сливы); г – схема шунтирования сайтов инициации (вирус
мозаики цветной капусты); д – трансактивация последовательно
расположенных ОРС (тот же вирус); е – частичная супрессия стоп-кодона
(вирус мозаики табака); ж – сдвиг рамки считывания (вирус желтой
карликовости ячменя)
была показана для ОРС IV вируса CaMV и конкретных ОРС многих других
вирусов растений. Кодируемый этим геном белок TAV специфически
стимулирует трансляцию внутренних ОРС. В искусственных РНК
трансактивация оказывается особенно эффективной, если в первой ОРС
присутствует ∼30 кодонов. Трансактивацию наблюдали для нескольких ОРС,
которые были расположены ниже короткой первой рамки считывания. О том,
что трансактивация происходит на уровне реинициации трансляции,
свидетельствовали полярные эффекты вставок в такие полицистронные РНК
последовательностей со вторичной структурой типа шпилек. Поскольку
эффективность трансактивации зависела от длины первой ОРС, был сделан
вывод, что трансактиватор действует прямо или косвенно на элонгирующие
(или терминирующие) рибосомы. Оптимальная длина первой ОРС в 30 кодонов
обеспечивает синтез пептида, длины которого достаточно для появления на
поверхности транслирующей рибосомы. Предполагают, что на последующем
этапе трансляции происходят структурные изменения рибосом, которые
приводят к потере способности рибосом к реинициации трансляции и, как
следствие, к трансактивации рибосом.
Функция трансактивации связана с центральной частью полипептидной
цепи TAV. В процессе трансляции TAV взаимодействует с полисомами, а также
с рибосомным белком (молекулярная масса 18 кДа) клеток дрожжей и
растений. Трансгенные растения Arabidopsis и табака, экспрессирующие белок
TAV, обладают ненормальным фенотипом и пониженной жизнеспособностью.
Однако в настоящее время неясно, является ли это следствием способности
белка обеспечивать трансактивацию трансляции или сопряжено с его другими,
неизвестными активностями.
3.4.2. Регуляция элонгации синтеза полипептидных цепей
При обсуждении механизмов элонгации цепей РНК в процессе
транскрипции была отмечена неравномерность прочитывания матричной ДНК
РНК-полимеразами. То же самое наблюдается и во время элонгации растущих
полипептидных цепей в процессе трансляции: не все участки мРНК
транслируются с одинаковой скоростью. Прежде всего, рибосомы в процессе
трансляции мРНК могут задерживаться на кодонах, соответствующих
минорным изоакцепторным тРНК, присутствующим в клетке. В этом случае
внутриклеточная концентрация изоакцепторных тРНК лимитирует весь процесс
трансляции. Кодоны, соответствующие минорным изоакцепторным тРНК,
А.С. Спирин предлагает называть модулирующими, поскольку они могут
изменять скорость трансляции соответствующих мРНК. Чем больше
модулирующих кодонов в мРНК, тем медленнее она транслируется. В то же
время клетка может изменять эффективность трансляции определенных мРНК
путем адаптации внутриклеточных концентраций изоакцепторных тРНК к числу
модулирующих кодонов этих мРНК. Было показано, в частности, что во время
интенсивного синтеза фиброина в шелкоотделительных железах тутового
шелкопряда внутриклеточный спектр изоакцепторных тРНК сильно меняется и
становится идеально соответствующим потребностям белоксинтезирующего
аппарата клеток, осуществляющего трансляцию мРНК фиброина.
Другим фактором, от которого зависит изменение скорости перемещения
рибосомы вдоль транслируемой молекулы мРНК, является характерная
пространственная структура матрицы. Для разворачивания индивидуальных
участков пространственной структуры мРНК, обладающих неодинаковой
стабильностью, требуется разное время, что находит отражение в различной
скорости трансляции рибосомами индивидуальных мРНК.
Наконец, обнаружен ряд регуляторных белков, которые после
взаимодействия с транслирующей рибосомой избирательно задерживают
трансляцию в определенных местах мРНК. Например, у эукариот известна
рибонуклеопротеидная частица, содержащая 7S-РНК, которая узнает особую N-
концевую гидрофобную аминокислотную последовательность растущего
полипептида, присоединяется к рибосомам и блокирует трансляцию до тех пор,
пока рибосома не вступит во взаимодействие с мембраной
эндоплазматического ретикулума. Регуляция экспрессии генов на уровне
элонгации трансляции широко распространена в живой природе. Во время
многих вирусных инфекций скорость элонгации полипептидов зараженных
клеток резко снижается. Это явление обнаружено, в частности у
пикорнавирусов и вирусов осповакцины. Факторы элонгации трансляции могут
быть мишенями различных регуляторных воздействий.
Запрограммированный сдвиг рамок считывания и неполная
супрессия терминирующих кодонов во время элонгации полипептидных
цепей. Процесс трансляции мРНК характеризуется высокой точностью, и даже
систематические "ошибки" трансляции могут быть генетически
запрограммированными. У бактерий транслирующая рибосома может
пропускать протяженные последовательности нуклеотидов мРНК, не
прекращая синтеза единой полипептидной цепи. Такое явление неизвестно у
эукариот. Однако у них в процессе декодирования кодона, находящегося в А-
участке рибосомы, может происходить намеренное распознавание кодона
"неправильной" аминоацил-тРНК или сдвиг рамки считывания у работающей
рибосомы. Следствием этого бывает частичная супрессия терминации
трансляции на терминирующих кодонах или синтез одной полипептидной цепи
с использованием двух разных рамок считывания транслируемой РНК (см.
рис. I.40, е,ж). Хорошо изучены такие явления у ретровирусов и
ретротранспозонов, которые используют сдвиг рамки считывания и супрессию
терминирующего кодона для экспрессии гена pol, в результате которой
синтезируется гибридный белок, N-конец которого является частью
полипептидной цепи белка оболочки вируса (продукта гена gag). Тот же
механизм используется и некоторыми другими вирусами животных, а также
клетками дрожжей.
Сигналом к сдвигу рамки считывания у ретровирусов и
ретротранспозонов служат гептануклеотидная последовательность типа
X.XXY.YYZ (размечена в виде кодонов в рамке считывания 0), а также ниже
расположенный регуляторный элемент, образующий определенную вторичную
структуру в виде шпильки или псевдоузла. Предполагается, что сдвиг рамки
происходит в тот момент, когда пептидил-тРНК, связанная с кодоном XXY в Р-
участке рибосомы, и аминоацил-тРНК, взаимодействующая с кодоном YYZ в А-
участке, одновременно сдвигаются на один нуклеотид назад и становятся
напротив кодонов XXX и YYY транслируемой РНК. Сдвиг рамки считывания по
этому механизму не всегда сопровождается образованием нового уникального
белка, но часто приводит к синтезу небольшого числа вариантов
полипептидных цепей, незначительно различающихся аминокислотными
остатками в окрестностях сдвига рамки. Для осуществления сдвига рамки
считывания РНК по такому механизму необходимо, чтобы обе молекулы тРНК в
А- и Р-участках образовывали прочную связь с новыми кодонами, которые
отличаются от первых только нуклеотидами в положении 3, допускающем
неоднозначное соответствие антикодону. Процесс сдвига рамки вызывается
или усиливается структурным элементом РНК, перед которым работающая
рибосома делает паузу в трансляции. Природа кодонов также важна для
функционирования обсуждаемого механизма: из всех возможных XXY-кодонов
в настоящее время в сайтах сдвига рамки считывания обнаружены только
кодоны AAC, UUU, UUA и AAU. Терминирующие кодоны, часто
обнаруживаемые сразу за сайтом сдвига рамки считывания, стимулируют
сдвиг, так как вызывают остановку рибосомы. Эффективность сдвига рамки
считывания может достигать 1–30%.
3.4.3. Регуляция терминации трансляции
Альтернативные сайты терминации трансляции могут быть
использованы для расширения кодирующего потенциала определенных генов.
Выше уже был рассмотрен пример, в котором в результате редактирования
РНК в мРНК аполипопротеина B человека образуется новый терминирующий
кодон, что приводит к синтезу в определенных тканях укороченного
полипептида, кодируемого тем же самым геном, что и полипептид нормального
размера.
Аналогичного эффекта система трансляции достигает посредством
неполной терминации синтеза полипептидов на некоторых терминирующих
кодонах. Из трех терминирующих кодонов наименее эффективным является
UGA. Он чаще остальных ошибочно распознается транслирующей рибосомой
как осмысленный (по-видимому, с участием триптофановой тРНК). В
результате синтезируется более длинный полипептид, прекращение синтеза
которого происходит на следующем терминирующем кодоне. В частности, такая
ситуация наблюдается при трансляции РНК фага Qβ. Цистрон белка оболочки
фага заканчивается терминирующем кодоном UGA, который с небольшой
частотой распознается рибосомами как осмысленный, что приводит к синтезу
более длинного, чем белок оболочки, полипептида. Этот полипептид требуется
для сборки полноценной (жизнеспособной) фаговой частицы и является
жизненно важным для бактериофага Qβ.
Для образования гибридного белка Gag-Pol ретровирусы типа С
используют супрессию терминирующего кодона вместо сдвига рамки
считывания. Супрессия происходит с эффективностью ∼5% и сопровождается
ошибочным прочитыванием UAG-кодона глутаминил-тРНК. Терминирующий
кодон UGA в том же положении декодируется как аргининовый, цистеиновый
или триптофановый. Поскольку обычные терминирующие кодоны нормальных
клеточных генов в этих условиях не супрессируются, делается вывод, что для
осуществления супрессии терминирующий кодон должен находиться в
определенном контексте. Запрограммированная супрессия терминирующих
кодонов обнаружена, кроме того, у мРНК запасных белков растений, а также
при трансляции геномной РНК вирусов растений. В последнем случае этот
механизм используется для синтеза полипептидов РНК-зависимой РНК-
полимеразы и удлинения белка оболочки.
Использование вышеописанных механизмов генетически
запрограммированного сдвига рамки считывания транслируемой РНК или
супрессии бессмысленных кодонов расширяет кодирующий потенциал геномов
без физического увеличения их размеров. Еще более тонкий механизм
изменения первоначальной генетической информации на уровне трансляции
функционирует при введении в полипептидные цепи некоторых белков остатков
селеноцистеина.
3.5. Синтез белков, содержащих остатки селеноцистеина
С помощью своеобразного механизма осуществляется передача
генетической информации от генов к полипептидным цепям селенопротеинов с
необычным аминокислотным остатком – селеноцистеином, входящим в их
состав. У бактерий и млекопитающих известно более десяти ферментов, в
состав активных центров которых входит остаток селеноцистеина,
содержащего, в отличие от цистеина, атом селена вместо атома серы. Так, у
E. coli гены форматдегидрогеназ H, N или O имеют в одной рамке считывания с
кодирующей последовательностью нуклеотидов триплет TGA. Этому триплету
в мРНК соответствует бессмысленный кодон UGA, на котором у подавляющего
большинства других мРНК E. coli происходит терминация трансляции.
Оказалось, что именно кодон UGA в мРНК вышеупомянутых генов кодирует
селеноцистеин.
Встраивание этого аминокислотного остатка в полипептидные цепи
регулируется весьма тонким механизмом. Перенос остатка селеноцистеина к
рибосомам у E. coli осуществляется с помощью специальных молекул тРНК
(тРНКSec), которые на первом этапе соединяются с остатком L-Ser при участии
серил-тРНК-синтетазы. Образовавшаяся серил-тРНКSec далее в результате
многоступенчатого процесса под действием селеноцистеилсинтазы
превращается в селеноцистеил-тРНКSec. Селеноцистеилсинтаза обладает
высокой специфичностью и не взаимодействует с другими изоакцепторными
серил-тРНК бактериальных клеток. Именно селеноцистеил-тРНКSec в процессе
трансляции распознает в мРНК кодон UGA, но лишь в определенном контексте:
для __________правильного узнавания UGA-кодона как осмысленного важна
последовательность длиной в 45 нуклеотидов, расположенная вслед за UGA-
кодоном. Кроме того, для правильного узнавания UGA-кодона селеноцистеил-
тРНКSec необходимо участие белкового продукта гена selB, который является
гомологом фактора элонгации трансляции EF-Tu и обладает высоким
сродством именно к селеноцистеил-тРНКSec, но не к серил-тРНКSec. К тем же
результатам, хотя и с использованием другого, не вполне понятного механизма,
приводит встраивание в полипептидные цепи остатков селеноцистеина у
млекопитающих.
Рассмотренный пример показывает, что при необходимости живой
организм может изменять смысл стандартного генетического кода. В этом
случае генетическая информация, заключенная в генах, кодируется более
сложным образом. Смысл кодона определяется лишь в контексте с
определенной протяженной последовательностью нуклеотидов и при участии
нескольких высокоспецифических белковых факторов. Данный пример по-
новому освещает понятие гена и смысл заключенной в нем генетической
информации и не является единственным в своем роде.
Описано изменение смысла антикодона в тРНК путем
посттранскрипционной модификации остатка цитозина с образованием так
называемого лизидина. В этом случае происходит ферментативное
присоединение Lys к гетероциклу цитидина в положении 2. В результате
образовавшееся модифицированное основание – лизидин распознается как
уридин, что изменяет специфичность антикодона модифицированной тРНК.
Другое U-подобное азотистое основание – 5-карбамоилметилуридин (U*),
обнаружено в антикодоне тРНКPro (U*GG), хотя в соответствующем гене этот
антикодон детерминирован последовательностью CGG. По-видимому, здесь
происходит посттранскрипционное дезаминирование цитозина с последующей
его гипермодификацией.
Таким образом, во всех приведенных примерах живым организмам
недостаточно генетической информации, заключенной в их генах, для ее
полноценной реализации в фенотипе. Пока не понятны причины, по которым
организм избегает прямого кодирования соответствующих
последовательностей нуклеотидов в своих генах, а предпочитает создание
требуемых последовательностей в РНК путем посттранскрипционных
модификаций первичных транскриптов. Такие факты меняют наше
традиционное представление о генах как первичных носителях генетической
информации.
3.6. Посттрансляционная регуляция экспрессии генов
Синтезом полноценного полипептида в результате трансляции
кодирующей его мРНК рибосомами обычно завершается процесс передачи
генетической информации от генов к белкам как у бактерий, так и у высших
организмов. Однако в большинстве случаев при синтезе конечного белкового
продукта эукариотическими клетками используются различные его
модификации, в результате которых он и приобретает требуемые свойства.
Кроме того, необходимо иметь в виду, что конечный уровень содержания
конкретных белков в клетке зависит не только от скорости их биосинтеза
рибосомами, но и от скорости внутриклеточной деградации. Поэтому
дифференциальная регуляция стабильности белков является важнейшим
механизмом, регулирующим экспрессию генов у любого организма.
В этом разделе рассмотрены примеры посттрансляционных
модификаций полипептидов, которые необходимы для получения
физиологически активных пептидов или белков, т.е. завершения полноценной
экспрессии конкретных генов.
3.6.1. Последствия фолдинга вновь синтезированных полипептидных цепей
В процессе трансляции растущие полипептидные цепи начинают
приобретать высокоспецифическую пространственную структуру, которая
формируется полностью вскоре после завершения их биосинтеза. Процесс
сворачивания полипептидной цепи в правильную пространственную структуру
получил название фолдинга. В результате фолдинга в водных растворах у
водорастворимого полипептида уменьшается свободная энергия, гидрофобные
остатки аминокислот упаковываются преимущественно внутрь молекулы, а
гидрофильные остатки располагаются на поверхности белковой глобулы.
Гидрофобные области образуются и на внешней поверхности молекул белков,
формируя полости активных центров, а также места контактов субъединиц
мультимерных белков друг с другом и биологическими мембранами.
Увеличение гидрофобности поверхности белков снижает их внутриклеточную
стабильность, так как множество протеолитических ферментов гидролизуют с
большой скоростью пептидные связи, образуемые гидрофобными
аминокислотами или находящиеся вблизи от них.
Опасность протеолитической деградации для растущей полипептидной
цепи возникает сразу после ее появления на поверхности транслирующей
рибосомы. Установлено, что ∼1/3 вновь синтезированных полипептидных цепей
претерпевает протеолитический распад сразу же после завершения их синтеза
рибосомами. Большинство вновь синтезированных белков избегает подобной
участи благодаря образованию так называемого комплекса NAC (nascent
polypeptide associated complex), ассоциированного с растущими
полипептидными цепями. Имеется группа белков с молекулярными массами
21–33 кДа, которые взаимодействуют как с такой цепью, так и с самой
рибосомой, предохраняя растущий полипептид от деградации путем
формирования NAC. Когда же гидрофобная сигнальная последовательность
синтезируемого белка достигает длины в ∼70 аминокислотных остатков и
покидает NAC, с ней взаимодействует комплекс белков SRP (signal recognition
particle), который не только предохраняет гидрофобную часть растущего
полипептида от ранней деградации протеиназами, но и направляет ее к месту
назначения – к мембранам эндоплазматического ретикулума.
Растущие полипептидные цепи, у которых отсутствует сигнальная
последовательность, покидая NAC, взаимодействуют с обеспечивающей
фолдинг системой, в состав которой входят, в частности шапероны Hsp70 и
Hsp40. Эти белки теплового шока (Hsp – heat shock protein), образуя комплекс с
растущей полипептидной цепью, предотвращают их неспецифическую
агрегацию и деградацию под действием внутриклеточных протеиназ,
способствуя их правильному фолдингу, происходящему с участием других
шаперонов. С другой стороны, Hsp70 принимает участие в ATP-зависимом
разворачивании полипептидных цепей, делая неполярные участки
полипептидных цепей доступными действию протеолитических ферментов.
Различные сигнальные последовательности аминокислотных остатков
обеспечивают направленную доставку вновь синтезированных белков к
внутриклеточным органеллам и микрокомпартментам. Они же оказывают
влияние на характер фолдинга, посттрансляционные модификации и
метаболическую стабильность. Существуют, по крайней мере, пять
биохимических процессов с участием вновь синтезируемых белков,
контролируемых сигнальными последовательностями аминокислотных
остатков. К ним относятся: транслокация белка через плоскость мембраны;
внутриклеточный перенос белка без пересечения плоскости мембраны;
химические модификации белка без гидролиза пептидных связей; расщепление
некоторых или даже всех пептидных связей в белке; конформационные и иные
пространственные изменения белков, включая фолдинг и олигомеризацию
полипептидных цепей.
Время существования внутриклеточных белков может различаться на
несколько порядков. Структурные и конститутивно экспрессирующиеся белки
обычно обладают большой продолжительностью жизни. Напротив,
регуляторные белки, как правило, быстро распадаются. Протеолитический
гидролиз регуляторных белков, который может точно регулироваться,
позволяет эукариотической клетке быстро переключаться с одной
функциональной программы на другую. По времени полужизни белки животных
разделяют на четыре группы: 1) очень быстро обновляющиеся белки (время
полужизни – < 1 ч): белок-супрессор опухолей p53, продукты протоонкогенов cfos
и c-myc, орнитиндекарбоксилаза, циклины; 2) быстро обновляющиеся белки
(время полужизни – 1–24 ч): тирозинаминотрансфераза, триптофан-2,3-
диоксигеназа, γ-глутамилтрансфераза, Hsp70, РНК-полимераза I, рецептор
инсулина, убиквитин; 3) медленно обновляющиеся белки (время полужизни –
1–5 дней): каталаза, калпаины, катепсины, протеасомы, тубулины, актины,
альдолаза, лактатдегидрогеназа, аргиназа; 4) очень медленно обновляющиеся
белки (время полужизни – >5 дней): митохондриальная фумараза, цитохромы b
и c, миозин, гемоглобин, гистоны в интерфазном ядре, эластин, коллаген.
Большинство внутриклеточных белков заканчивают свое существование
в результате протеолитического гидролиза, превращаясь в небольшие пептиды
и свободные аминокислоты, которые далее утилизируются в синтезе новых
белков. Многие протеолитические ферменты используют в качестве субстратов
индивидуальные белки, проявляя тем самым высокую специфичность. Тем не
менее, в клетке имеется и множество протеиназ широкой субстратной
специфичности, чья неразборчивость в субстратах компенсируется их строгой
компартментализацией. Они локализованы в лизосомах и вакуолях, где
гидролизуют любые белки после их попадания в эти органеллы. Такая
компартментализация протеолитических ферментов является жизненно
важным условием существования клетки. Система протеолитической
деградации внутриклеточных белков с участием протеасом и убиквитина
отличается от вышеописанных систем тем, что, обладая широкой субстратной
специфичностью, она безопасна для окружающих белков и реагирует на
регуляторные воздействия. Ниже будет рассмотрено функционирование
некоторых из этих систем.
3.6.2. Специфические протеиназы в посттрансляционном процессинге белков
Одним из характерных примеров специфического действия протеиназ
является активация предшественников (зимогенов) протеолитических
ферментов (трипсина и химотрипсина) после их переноса от места синтеза
(поджелудочная железа) к месту функционирования в пищеварительном
тракте. Активация происходит вследствие протеолитического отщепления части
полипептидной цепи зимогена, приводящего к появлению у укороченного
полипептида требуемой ферментативной активности. Необходимость в
посттрансляционной регуляции активности зимогенов очевидна – таким путем
организм защищает клетки, синтезирующие протеолитические ферменты, от
разрушения этими же ферментами.
Аналогичный механизм посттрансляционной активации используется во
время биосинтеза инсулина и других пептидных гормонов. Предшественник
инсулина синтезируется в виде длинного полипептида с тремя дисульфидными
связями. Полипептид приобретает активность гормона только после
протеолитического отщепления центральной части полипептида-
предшественника и избыточной N-концевой аминокислотной
последовательности. Две оставшиеся части предшественника, удерживаемые
дисульфидными связями, составляют активную молекулу инсулина.
В системах биосинтеза адренокортикотропного гормона (АКТГ) и
эндорфина несколько небольших пептидных гормонов синтезируются в виде
одного полипептида-предшественника. Дальнейшая судьба предшественника
зависит от типа клеток, в которых он синтезируется. В клетках передней доли
гипофиза этот полипептид расщепляется с образованием АКТГ, γ-липотропина
и β-эндорфина, причем АКТГ является конечным продуктом протеолиза и
может секретироваться для стимуляции синтеза стероидных гормонов в коре
надпочечников. В клетках промежуточной доли гипофиза АКТГ расщепляется с
образованием α-меланоцитстимулирующего гормона (α-МСГ).
3.6.3. Убиквитин-зависимая система протеолиза в регулируемой деградации
белков
Убиквитин-зависимая система протеолиза проводит поиск потенциальной
мишени для протеолитической деградации среди огромного числа
внутриклеточных белков. Все белки несут в себе специфические сигналы
деградации по аналогии с сигнальными последовательностями, которые
направляют вновь синтезируемые белки к определенным органеллам или
микрокомпартментам клетки. Однако сигналы протеолитической деградации
должны быть более сложными и разнообразными, так как с их помощью не
только маркируются белки, удаляемые с помощью протеолиза, но и
определяется время удаления, а также скорость их протеолитического
расщепления. Для распознавания и декодирования таких сигналов в клетках
эукариот имеется убиквитин-конъюгирующая система.
Как в ядре, так и в цитоплазме эта система отделена пространственно и
функционально от протеолитических ферментов, организованных в
протеасомы. Распознанные данной системой белки-субстраты маркируются
путем ковалентного присоединения к ним молекул небольшого стабильного 76-
звенного белка – убиквитина. В результате убиквитин соединяется C-концом с
боковыми остатками лизина в субстрате. Наличие такой метки в белке, по-
видимому, является первичным сигналом сортировки, направляющей
образовавшиеся конъюгаты к протеасомам. В большинстве случаев к субстрату
присоединяется несколько молекул убиквитина, которые организованы в виде
бусинок на нитке. Молекулы белков, содержащие убиквитин, по-видимому,
являются для протеасом предпочтительными субстратами. Конъюгацию
убиквитина с субстратом можно представить следующим образом (рис. I.41).
Вначале убиквитин-активирующий фермент (E1) связывает убиквитин,
гидролизует ATP и образует тиоэфирную связь между AMP и убиквитином с
последующим переносом молекулы убиквитина на один из своих остатков Cys.
Молекула активированного убиквитина далее соединяется с одним из
ферментов семейства убиквитин-конъюгирующих ферментов (E2) и часто вслед
за этим с убиквитин-лигазой (E3). Процесс конъюгации убиквитина с субстратом
может катализироваться как самим E2, так и E2 совместно с E3. Белки E2 и E3
в клетках существуют в виде больших семейств, члены которых различаются по
свойствам и внутриклеточной локализации. Мутации в генах семейства E2 у
дрожжей показывают, что в ДНК-репарацию, прохождение клеточного цикла,
биогенез пероксисом, а также в обеспечение устойчивости к тепловому шоку и
Дата добавления: 2015-08-29; просмотров: 20 | Нарушение авторских прав
| <== предыдущая лекция | | | следующая лекция ==> |