соответствующими участками ДНК, содержащими нуклеосомы, и их
дестабилизируют; 3) специализированные белки разрушают нуклеосомную
структуру в области промоторов неэкспрессирующихся генов. Все эти
механизмы могут функционировать как по отдельности, так и в различных
сочетаниях.
Вновь синтезируемая эукариотическая ДНК обладает повышенной
чувствительностью к нуклеазам, что указывает на ее более "открытую"
структуру по сравнению со структурой в сформированном хроматине
интерфазных ядер. Это может отражать наличие промежуточных стадий в
сборке нуклеосом или формировании структур хроматина более высокого
порядка. Считается, что сборка нуклеосом в реплицирующейся ДНК происходит
в два этапа. Вначале гистоны H3 и H4 доставляются к ДНК с помощью фактора
сборки хроматина CAF-I (chromatin assembly factor I), состоящего из трех
субъединиц с молекулярными массами 150, 60 и 50 кДа. Вновь синтезируемые
гистоны H3 и H4 связываются первыми двумя субъединицами, из которых
полипептид с молекулярной массой 150 кДа обладает сильно заряженным
доменом, а другой содержит в своем составе WD-повтор (где W и D –
аминокислоты Trp и Asn в соответствии с однобуквенным обозначением). На
втором этапе к строящимся нуклеосомам добавляются гистоны H2A и H2B, что
завершает формирование кóровых частиц нуклеосом. Исследования in vitro
показали, что тетрамеры H3/H4 не исключают взаимодействия факторов
транскрипции с соответствующими участками ДНК, как это делают зрелые
нуклеосомы. С другой стороны, нуклеоплазмин, связывающий __________димеры
H2A/H2B, стимулирует взаимодействие различных факторов с нуклеосомами
(например GAL4, USF или Sp1). Кроме того, незрелый хроматин
характеризуется пониженным содержанием линкерного гистона H1, присутствие
которого стабилизирует нуклеосомы и структуры хроматина высшего порядка.
Конкурентные отношения между активацией транскрипции и созреванием
хроматина во время клеточного цикла были продемонстрированы in vivo для
дрожжевых генов, локализованных вблизи теломерных участков хромосом. У
таких генов может иметь место мозаичный эффект положения (см. раздел
3.2.4). Например, транслокация гена Ura3 в область теломеры часто подавляет
его транскрипцию, которая может быть возобновлена под действием белка-
трансактиватора транскрипции Ppr1, но только в фазе G2/M клеточного цикла.
Именно в это время происходит полное созревание вновь образуемого
хроматина у большинства эукариотических организмов. Однажды
установившись, активированное или репрессированное состояние гена вблизи
теломерных участков хромосом поддерживается на протяжении многих
клеточных делений. Эти эксперименты показывают, что во время сборки
хроматина имеется возможность перепрограммирования компетентности генов
в отношении транскрипции и регуляторная структура хроматина является
наследуемой в ряду клеточных поколений.
Промоторы, активируемые через разрушение нуклеосомной структуры
непосредственно факторами транскрипции, характерны для генов теплового
шока дрозофилы. В поддержании открытой структуры ДНК в этом случае
участвуют основные факторы транскрипции, а также GAGA-фактор, которые
взаимодействуют с промотором в окрестностях TATA-бокса и точки инициации
транскрипции. Такое взаимодействие обеспечивает открытое состояние
вышерасположенного регуляторного элемента теплового шока. При
индуцированном механизме разрушения нуклеосомной структуры ДНК в
окрестностях промотора перед активацией гена нуклеосомы присутствуют как в
вышерасположенных регуляторных последовательностях ДНК, так и в самом
промоторе. Во время индукции транскрипции такого гена регуляторные
факторы, связываясь с ДНК, прямо или косвенно вызывают разрушение
нуклеосомной структуры соответствующих участков ДНК. Аналогичная
стратегия активации промоторов реализуется также и в генах, регулируемых
глюкокортикоидами. Для активации промоторов, структурированных в
нуклеосомы, требуется несколько этапов. Вначале регуляторные факторы,
структура которых более подробно обсуждается в разделе 3.2.2,
взаимодействуют своими ДНК-связывающими доменами с соответствующей
регуляторной последовательностью, расположенной выше промотора, что
сопровождается вытеснением части или всех гистонов нуклеосом этой
последовательности. Активирующие домены белковых факторов транскрипции
далее индуцируют освобождение гистонов с основного промотора, что
сопровождается образованием инициационного комплекса с участием РНК-
полимеразы и основных факторов транскрипции. Сборка транскрипционного
комплекса приводит к вытеснению еще одной порции гистонов с промотора.
Модификация структуры нуклеосом через ацетилирование
гистонов. Рассмотренный пример показывает, что не только ДНК-
связывающие домены факторов транскрипции адаптируют структуру хроматина
для нужд синтеза РНК, но и их активирующие домены участвуют в разрушении
структуры нуклеосом, расположенных на ДНК вблизи мест связывания
факторов. Активирующие домены таких факторов взаимодействуют не только с
основными факторами транскрипции, такими как TFIID, но и с коактиваторами
транскрипции, которые не входят в состав основного транскрипционного
комплекса, хотя и обеспечивают его функциональную связь с удаленными
регуляторными последовательностями энхансеров и сайленсеров (подробнее
см. раздел 3.2.2). До недавнего времени оставалось совершенно непонятным,
каким образом активирующие домены факторов транскрипции могут оказывать
влияние на структуру близлежащего хроматина. Этот вопрос начал проясняться
после недавнего клонирования генов ядерных и цитоплазматических
ацетилаз гистонов (HAT – histone acetyltransferase) и изучения свойств этих
ферментов в очищенном состоянии.
Ацетилирование гистонов происходит на посттрансляционном уровне по
специфическим остаткам Lys в N-концевых частях их полипептидных цепей,
которые расположены на поверхности нуклеосомных частиц (см. табл. I.2). Эта
посттрансляционная модификация уменьшает суммарный положительный
заряд кóровых частиц нуклеосом и ослабляет взаимодействие плеч гистонов с
ДНК. Хотя при этом сохраняется общая структурная целостность нуклеосом, их
конформация может изменяться, что ингибирует in vitro зависимое от ионной
силы образование структур хроматина более высокого порядка, связанное с
подавлением транскрипции. Кроме того, ацетилирование гистонов нарушает
специфические взаимодействия между их плечами и некоторыми
регуляторными белками-репрессорами. В соответствии с этим, уже давно была
обнаружена корреляция между повышенным уровнем ацетилирования гистонов
и усилением транскрипции определенных участков генома, а пониженный
уровень ацетилирования гистонов был связан с молчащими генами и
гетерохроматином. Однако оставался непонятным механизм избирательного
ацетилирования гистонов на промоторах активируемых генов.
Ацетилазы гистонов эукариот разделяют на две основные группы –
HAT A и HAT B. Для ацетилаз HAT A характерна ядерная локализация. Эта
группа ферментов участвует в посттрансляционном ацетилировании гистонов
кóровых частиц нуклеосом и оказывает прямое влияние на транскрипцию.
Цитоплазматические ацетилазы HAT B преимущественно модифицируют
молекулы гистонов, находящиеся в свободном состоянии, и участвуют в их
доставке к реплицируемой ДНК. Для этих двух систем ацетилирования
характерна разная субстратная специфичность. Если ацетилазы HAT A
ацетилируют все четыре гистона кóровых частиц нуклеосом, то ацетилазы
HAT B модифицируют, прежде всего, гистоны H3 и H4 по другим остаткам Lys.
Дрожжевая цитоплазматическая ацетилаза гистонов типа В, кодируемая
геном HAT1, по-видимому, обеспечивает направленную доставку вновь
синтезированных гистонов в ядра, где характер их ацетилирования может быть
изменен ядерной ацетилазой HAT A. Последовательность нуклеотидов
клонированного гена ацетилазы HAT A Tetrahymena неожиданно оказалась
высокогомологичной последовательности гена известного коактиватора
транскрипции дрожжей GCN5, продукт которого (Gcn5), как выяснилось, также
обладает активностью ацетилазы гистонов. Эта находка явилась первым
указанием на то, что ацетилирование гистонов может быть одной из причин, а
не следствием активации генов. Белок Gcn5 образует тримерный комплекс с
двумя другими белками – Ada2 и Ada3, которые необходимы для активации
генов кислыми факторами транскрипции Gal4–Vр16 и Gen4. При этом комплекс
Gcn5–Ada2–Ada3 образует прямые контакты и с транс- действующими, и с
основными факторами транскрипции в составе транскрипционного комплекса.
Это позволяет объяснить механизм направленной доставки ацетилазы
гистонов к активируемому промотору соответствующими специфическими
белок-белковыми взаимодействиями. Интересной находкой этой серии
экспериментов явилось понимание двойной роли комплекса Gcn5–Ada в
активации транскрипции. Во-первых, он ацетилирует гистоны нуклеосом
промотора, что повышает его доступность для основных факторов
транскрипции и других регуляторных белков. Во-вторых, он непосредственно
контактирует с этими факторами, облегчая образование прединициационного
комплекса и стабилизируя его.
Таким образом, индивидуальные факторы транскрипции могут выполнять
несколько разных функций в регуляции синтеза РНК, определяемых их
выраженной доменной структурой. Как уже упоминалось, для полипептидных
цепей большинства факторов транскрипции характерно наличие, по крайней
мере, ДНК-связывающего и активирующего доменов. Из вышеизложенного
следует, что ДНК-связывающие домены этих белков могут непосредственно
изменять структуру нуклеосом в окрестностях промоторов, а активирующие
домены не только контактируют с основными факторами транскрипции и
стабилизируют их связь с промоторами, но и ассоциированы с активностями,
модифицирующими структуру хроматина, что необходимо для эффективной
инициации транскрипции и освобождения промотора элонгирующим
транскрипционным комплексом. И все эти активности у дрожжей присущи
одному сравнительно небольшому белковому комплексу Gcn5–Ada.
Деацетилазы гистонов. Стационарный уровень ацетилирования
гистонов хроматина поддерживается в результате координированного действия
HAT и деацетилаз гистонов (histone deacetylase – Hd), наиболее изученными из
которых являются деацетилазы гистонов дрожжей, дрозофилы и человека.
Быстрая очистка деацетилаз достигается с помощью аффинной
хроматографии, в которой используется в качестве лиганда иммобилизованный
высокоаффинный ингибитор трапоксин ____________. При этом деацетилазы гистонов
дрожжей выделяются в виде двух высокомолекулярных комплексов - HdA (350
кДа) и HdB (600 кДа). HdA может деацетилировать все четыре гистона и сильно
ингибируется трихостатином А, тогда как HdB в 10 раз менее чувствительна к
действию этого ингибитора. Очищенная HdA содержит в своем составе четыре
полипептида, два из которых с молекулярными массами 75 и 71 кДа
кодируются генами HDA1 и HDA3 соответственно. Деацетилаза HdB содержит в
своем составе белок Rpd3, функционирование которого, как это было показано
генетическими методами, необходимо для достижения не только полного
подавления, но и полной активации экспрессии большого числа генов. В состав
деацетилазы HdA входит Rpd3-подобный белок; такие белки представлены у
дрожжей целым семейством, насчитывающим, по крайней мере, четыре члена.
Инактивация деацетилаз HdA и HdB с помощью делеций в соответствующих
генах приводит к гиперацетилированию гистонов H3 и H4 in vivo.
Как уже упоминалось, гиперацетилирование гистонов, как правило,
коррелирует с активацией транскрипции определенных генетических локусов.
Однако повышенный уровень ацетилирования гистонов может сопровождаться
подавлением экспрессии генов, локализованных в теломерных участках
хромосом дрожжей. Аналогичную ситуацию наблюдали у дрозофилы:
инактивация гомологичного гена деацетилазы приводила к усилению эффекта
положения гена white, транслоцированного в область центромерного
гетерохроматина. Эти странные эффекты могут быть связаны с нарушением
специфичности ацетилирования гистонов в условиях их гиперацетилирования
при инактивации генов деацетилаз. Действительно, для подавления
транскрипции у дрожжей необходимо ацетилирование единственного
аминокислотного остатка (Lys-12 в гистоне H4). Кроме того, те же гистоны,
ацетилированные по тому же самому положению, были обнаружены в
транскрипционно неактивном β-гетерохроматине политенных хромосом
дрозофилы.
Как и в случае ацетилаз гистонов, специфический характер действия
деацетилаз обеспечивается путем образования комплексов с белками-
репрессорами и корепрессорами, которые распознают конкретные
последовательности ДНК и друг друга. Ядерные рецепторы тиреоидных
гормонов особенно хорошо иллюстрируют функционирование такого
механизма. В отсутствие лиганда они взаимодействуют с комплексом
репрессор–деацетилаза, что приводит к подавлению транскрипции
соответствующих генов, тогда как под действием гормона рецепторы
приобретают способность образовывать комплекс с коактиватором
транскрипции и ацетилазой и стимулировать синтез РНК.
Другие специализированные белки, изменяющие структуру
хроматина. В дополнение к вышеупомянутым белкам в настоящее время
выделены и охарактеризованы два других специфических белковых комплекса,
обеспечивающих изменение структуры нуклеосом во время транскрипции.
Комплекс Swi/Snf был впервые обнаружен в клетках дрожжей генетическими
методами как позитивный регулятор транскрипции большого числа генов,
экспрессия которых контролируется разными механизмами. Похожий по
механизму действия комплекс NURF (nucleosome remodeling
Таблица I.6
Субъединичный состав и свойства белковых комплексов
Swi/Snf и NURF
Фактор
Субъединицы
Общая
молекулярная
масса,
кДа
Активность
Swi/Snf Swi1
Swi2 (Snf2)
Swi3
Snf3
Snf5
Snf6
p78
p68
p50
p47
p25
2000 ДНК-
зависимая
АТРаза
NURF 215 кДа
140 кДа
55 кДа
38 кДа
500 АТРаза,
зависимая от
нуклеосом
factor) был выделен из эмбрионов дрозофилы (табл. I.6).
Оба комплекса состоят из нескольких субъединиц, обладают ATPазной
активностью и оказывают влияние на контакты между гистонами и ДНК. Однако
для этих комплексов характерно отсутствие общих компонентов, и они
различаются по механизмам стимуляции ATPаз. Такие различия между
комплексами позволяют предполагать, что они действуют на разные субстраты
и могут функционировать независимо друг от друга.
Первые указания на то, что факторы Swi/Snf участвуют в изменении
структуры хроматина, были получены генетическими методами.
Индивидуальные мутации SWI или SNF, ингибирующие экспрессию ряда генов,
супрессировались мутациями, повышающими внутриклеточный уровень
гистонов. Комплексы Swi/Snf, выделенные из клеток дрожжей и человека,
содержали, по крайней мере, десять различных белков. Первые шесть
компонентов, перечисленные в табл. I.6, были идентифицированы как продукты
конкретных генов, тогда как другие (p78–p25) – только как полипептиды
указанной молекулярной массы. Комплекс Swi/Snf стимулирует in vitro ATP-
зависимое связывание нуклеосомами транс- действующих факторов
транскрипции. Мутационные изменения консервативных участков гистонов H3 и
H4, необходимых для формирования у них правильной пространственной
структуры, делают транскрипцию независимой от фактора Swi/Snf in vivo.
Недавно комплекс Swi/Snf удалось выделить в составе холофермента
РНК-полимеразы II, так что этот комплекс может оказаться неотъемлемой
частью транскрибирующего фермента и присутствовать в инициационных
комплексах всех промоторов. Однако в таком случае остается не совсем
понятным, почему мутации в генах SWI/SNF оказывают влияние на экспрессию
лишь некоторых генов. Поскольку белки Swi/Snf ассоциированы с медиаторным
комплексом, который, в свою очередь, связан с CTD-доменом РНК-
полимеразы II и обеспечивает ответ РНК-полимеразы на действие
регуляторных факторов, последние могут по-разному реагировать на
присутствие в комплексе мутантных белков Swi/Snf, что и может быть причиной
дифференциального ответа конкретных промоторов на мутации.
Белковый комплекс NURF впервые был описан как кофактор уже
упоминавшегося выше фактора транскрипции GAGA, который необходим для
активации промотора гена теплового шока дрозофилы hsp70. In vivo в этом
промоторе была обнаружена последовательность длиной в 200–300
нуклеотидов с повышенной чувствительностью к ДНКазе, в состав которой
входят TATA-бокс и сайты связывания факторов GAGA и HSF (heat shock factor
– фактор теплового шока). Гиперчувствительность промотора к действию
ДНКазы можно было моделировать в бесклеточных экстрактах как до, так и
после сборки хроматина путем добавления GAGA-фактора и ATP. Поскольку
фактор GAGA сам по себе не обладает ATPазной активностью, в результате
очистки белков с этой активностью и был идентифицирован комплекс NURF.
Этот комплекс может разрушать нуклеосомы или изменять их положение в
промоторе гена HSP70 и в отсутствие фактора GAGA. Однако присутствие
NURF стимулирует связывание этого фактора со своим сайтом на промоторе,
что, в свою очередь, ускоряет перестройку нуклеосом в этом участке гена.
ATPазная активность NURF не стимулируется свободной ДНК или гистонами,
однако усиливается в присутствии интактных нуклеосом, что отличает этот
фермент от ATPазы Swi2. При микросеквенировании пептида с молекулярной
массой 140 кДа в нем был обнаружен ATPазный домен, гомологичный таковому
Swi2, однако это оказалось единственной гомологией между двумя
комплексами. Следует еще раз подчеркнуть, что отсутствие у них общих
субъединиц и существенной гомологии указывает на возможность
независимого функционирования этих комплексов и действия на разные
субстраты.
Специфичность функционирования ATP-зависимых белковых
комплексов, изменяющих структуру нуклеосом, предполагает их точную
доставку в нужные места хроматина. Как и в уже рассмотренном случае
ацетилаз и деацетилаз гистонов, специфический характер взаимодействия
комплексов с ДНК обеспечивается дополнительными белками. Выше
упоминалось о том, что комплекс Swi/Snf входит в состав холофермента РНК-
полимеразы II, что обеспечивает его доставку к соответствующим промоторным
последовательностям. Кроме того, было показано, что этот комплекс может
взаимодействовать с рецептором глюкокортикоидов и в таком виде оказывать
влияние на структуру нуклеосом. Формирование таких комплексов, по-
видимому, является одним из существенных моментов активации рецепторов
глюкокортикоидов. Учитывая обсуждавшееся выше взаимодействие рецепторов
стероидных гормонов с ацетилазами/деацетилазами гистонов, можно полагать,
что специфическое изменение структуры хроматина является общим
механизмом, посредством которого рецепторы оказывают влияние на
экспрессию соответствующих генов.
Нуклеосомы при элонгации синтезируемой РНК. Механизмы,
обеспечивающие элонгацию транскрипции на нативном хроматине, не совсем
понятны. Поскольку РНК-полимеразы прокариот, в частности фагов SP6 и T7,
обладают способностью транскрибировать хроматин in vitro, создавалось
впечатление, что для прохождения РНК-полимеразами нуклеосом хроматина во
время элонгации РНК не требуются дополнительные факторы. Тем не менее,
нуклеосомы ингибируют транскрипцию хроматина in vitro на стадии элонгации
эукариотическими РНК-полимеразами II и III, что не наблюдается in vivo. Одной
из гипотез, объясняющих процесс элонгации транскрипции на хроматине,
является модель двойных суперскрученных доменов. В соответствии с этой
моделью предполагается, что транскрибирующая РНК-полимераза индуцирует
в ДНК образование локальных суперскрученных доменов. Положительные
супервитки образуются впереди элонгирующей РНК-полимеразы, а
отрицательные – позади фермента. Закручивание ДНК вокруг гистонового
октамера в нуклеосоме приводит к незначительным изменениям в параметрах
двойной спирали ДНК и к образованию одного отрицательного супервитка в
молекуле ДНК. Его формирование должно приводить к компенсаторной
положительной сверхспирализации участков ДНК, прилегающих к нуклеосоме.
Образование нуклеосом осуществляется предпочтительно на отрицательно
сверхспирализованной ДНК, а ее положительная сверхспирализация
сопровождается ослаблением структуры нуклеосом или их разрушением в
присутствии дополнительных белковых факторов. Эти факты и лежат в основе
обсуждаемой модели.
Таким образом, в соответствии с этой моделью, элонгирующая РНК-
полимераза индуцирует впереди себя локальную положительную
сверхспирализацию молекулы ДНК, что облегчает разрушение нуклеосом,
находящихся в этой зоне. Повторное образование нуклеосом происходит в зоне
отрицательно сверхспирализованной ДНК позади транскрибирующей РНК-
полимеразы.
Конвергентный характер исследований функциональной структуры
хроматина и транскрипции лишь иллюстрирует общую тенденцию развития
современной молекулярной биологии и генетики. Чем глубже становится
понимание механизмов функционирования отдельных генетических систем
клетки, тем яснее видится их взаимозависимость и полифункциональность.
Высокоупорядоченные перестройки нуклеосом и хроматина сопровождают не
только транскрипцию, но и репликацию, рекомбинацию и репарацию
повреждений ДНК. В связи с этим проблема структуры хроматина и динамики
ее изменений в клеточном цикле является одной из центральных в
современной молекулярной генетике.
Концепция транскриптосомы. Как было показано выше,
транскрипционный комплекс, в состав которого входит эукариотическая РНК-
полимераза II, устроен весьма сложно. Появляется все больше данных в
пользу того, что транскрипционный комплекс взаимодействует с другими
крупными белковыми комплексами, участвующими, в частности, в разрушении
нуклеосом и репарации ДНК. Полный размер образующегося при этом
стабильного транскрипционного комплекса, содержащего более 70
полипептидов, приближается к размеру рибосомы. Такой колоссальный размер
транскрипционного комплекса эукариот, вероятно, должен замедлять поиск
путем линейной диффузии регуляторных последовательностей нуклеотидов
транскрибируемой ДНК, на которых происходит инициация транскрипции.
Обсуждается возможность того, что инициация транскрипции у эукариот
осуществляется в специализированных надмолекулярных комплексах,
специфически ассоциированных с ядерным матриксом, которые получили
название транскриптосом. По крайней мере, один из белковых компонентов,
входящих в состав холофермента POL II животных, YY1, оказался идентичным
фактору NMP-1, ассоциированному с ядерным матриксом. Возможно, именно с
участием этого белка происходит прикрепление транскриптосом к ядерным
мембранам.
Подводя итог рассмотрению основных этапов транскрипции, необходимо
отметить, что инициация синтеза РНК, элонгация транскриптов и терминация
транскрипции являются очень сложно организованными процессами. Структуры
матричной ДНК и растущих цепей РНК оказывают влияние на процесс
освобождения промотора РНК-полимеразами, а также на свойства самих
элонгирующих и терминирующих ферментов. При этом на инициацию, задержку
и прекращение транскрипции, расщепление РНК и ее реитеративный синтез, а
также на саму терминацию оказывают действие многочисленные белковые
факторы. Все это находит свое выражение в сложности регуляторных
процессов, обеспечивающих координированную экспрессию генов на уровне
транскрипции. Основные биохимические механизмы, контролирующие эти
процессы, будут рассмотрены в соответствующих разделах книги.
2.2. Котранскрипционные и посттранскрипционные модификации РНК
Транскрипция у любого организма является первым этапом реализации
генетической информации – экспрессии генов. Однако первичные транскрипты,
как правило, представляют собой лишь предшественники зрелых мРНК – пре-
мРНК, которые перед выполнением своих функций должны претерпеть
многочисленные изменения, называемые посттранскрипционными
модификациями. Кроме того, у эукариот зрелые мРНК должны быть
доставлены от места их биосинтеза (ядра) к месту трансляции
(цитоплазматическим рибосомам), т.е. экспортироваться из ядра в цитоплазму.
Одной из наиболее удивительных посттранскрипционных модификаций
пре-мРНК является редактирование их первичной структуры. В результате
посттранскрипционно изменяется смысл генетической информации,
заключенной в соответствующем гене.
Посттранскрипционные модификации РНК особенно характерны для
эукариотических организмов, у которых в силу мозаичной интрон-экзонной
структуры их генов первичные транскрипты представлены гигантскими
предшественниками, включающими в себя последовательности как экзонов, так
и интронов. 5’-Конец предшественника мРНК чаще всего подвергается
котранскрипционным модификациям, в результате которых к его 5’-концевому
нуклеотиду особым образом присоединяется остаток гуанозина с образованием
"шапочки" – кэпа. Эта котранскрипционная модификация создает условия для
прохождения следующего этапа процессинга мРНК – сплайсинга,
сопровождающегося вырезанием последовательностей интронов и
объединением экзонов с образованием непрерывной кодирующей
последовательности мРНК. Одновременно от 3’-конца путем эндонуклеазного
расщепления отделяется избыточный фрагмент РНК, и к оставшейся части
присоединяется поли(А)-последовательность. Эта совокупность реакций
получила название полиаденилирования мРНК. После таких
котранскрипционных и посттранскрипционных модификаций пре-мРНК
образовавшаяся зрелая, стабилизированная мРНК переносится из ядра в
цитоплазму, часто к специфическому месту своей внутриклеточной
локализации, где может быть депонирована или эффективно транслироваться
рибосомами. Каждый из этапов посттранскрипционных модификаций может
использоваться для регуляции уровня экспрессии соответствующих генов.
2.2.1. Процессинг РНК у бактерий
мРНК прокариот обычно являются полицистронными, т.е. включают в
себя последовательности нуклеотидов нескольких генов одного оперона
(рис. I.10, а). Полицистронные мРНК бактерий при выполнении своих функций
матричных РНК в трансляции не требуют разбиения на последовательности
отдельных генов и могут транслироваться непосредственно рибосомами с
образованием функционально активных белков. Исключением из правила
являются полицистронные ранние мРНК нечетных T-бактериофагов Т3 и Т7,
которые после транскрипции in vivo расщепляются до моноцистронных под
действием РНКазы III, специфически гидролизующей двухцепочечные РНК.
Участие этого фермента в процессинге указывает на наличие характерной
вторичной структуры РНК на границах транскриптов отдельных генов
вышеупомянутых бактериофагов, что и было обнаружено после определения
их первичной структуры.
РНКаза III участвует также в процессинге предшественников рРНК у
E. coli, поскольку 5S, 16S и 23S рРНК исходно синтезируются в составе общего
первичного транскрипта. При этом в спейсерных участках
30S предшественников между последовательностями 16S и 23S рРНК
расположены тРНК. Кроме того, у бактерий обнаружены транскрипты генов
Дата добавления: 2015-08-29; просмотров: 19 | Нарушение авторских прав
| <== предыдущая лекция | | | следующая лекция ==> |